Carotenoids. Biological Activities

• V.A. Dadali
• Yu.V. Dadali
• Viktor A. Tutelyan
• Lidiya V. Kravchenko

AbstractThe review provides data on the biological activities of the most prevalent carotenoids. Special attention is paid to theirs anticancer and antiatherogenic properties, immunomodulating action, cardioprotective, radioprotective and photoprotective effects.

Keywords:carotenoids, anticancer properties, antiatherogenic action, immunomodulating action, photoprotection

В предыдущем сообщении [2] были рассмотрены структурные особенности каротиноидов, их пищевые источники, биодоступность и биотрансформации в организме. Являясь полиненасыщенными соединениями, большинство из которых содержат дополнительные донорно-акцепторные группы, каротиноиды проявляют антиоксидантнопрооксидантные свойства. Многоплановый характер и механизм последних рассматриваются как основа биологической активности указанных соединений.

Антиканцерогенное действие каротиноидов

С точки зрения влияния на канцерогенез, первоначально внимание привлек j3-каротин как один из самых распространенных каротиноидов. Особый интерес представлял вопрос о профилактическом действии j3-каротина при раке легких, в ткани которых этот каротиноид способен накапливаться. Однако 2 крупномасштабных рандомизированных двойных слепых плацебо-контролируемых исследования по влиянию j3-каротина на возникновение опухолей легких у курильщиков и потребляющих алкоголь мужчин - проекты Alpha-Tocopherol, Beta-Carotene Cancer Prevention Study (АТВС) и j3-Carotene and Retinol Efficacy Trial (CARET), проведенные в Финляндии и США, продемонстрировали неожиданный результат: заболеваемость среди лиц, получающих фармакологические дозы j3-каротина или j3-каротин + витамин А, достоверно возрастала [5, 102]. Для объяснения этих данных были сформулированы разные гипотезы.

Согласно одной из них, свободные радикалы табачного дыма провоцируют окисление j3-каротина с образованием апо-каротиналей, снижение уровня ретиноевой кислоты и нарушение ретиноидзависимой регуляции ряда процессов, подавляющих канцерогенез. В экспериментах на хорьках (у этих животных пути метаболизма j3-каротина схожи с таковым у человека) было показано, что введение им высоких доз j3-каротина при одновременном воздействии табачного дыма приводит к пролиферации альвеолярных клеток и плоскоклеточной метаплазии, снижению содержания ретиноевой кислоты в ткани легких, значительному подавлению экспрессии гена ретиноидного рецептора (RARj3) - супрессора опухолеобразования и возрастанию экспрессии белка активатора-1 (АР-1) - медиатора клеточной пролиферации [11, 60, 130, 132]. При этом ex vivo в ткани легких опытных животных скорость образования апокаротиналей из j3-каротина была в 3 раза выше, чем у контрольных.

Кроме того, полагают, что в обоих проектах были использованы синтетические препараты -каротина и витамина А, отличающиеся от природных пространственным строением (цис-транс-изомеры), что сказывается на их способности по-разному встраиваться в биомембраны, на антиоксидантнопрооксидантных свойствах, лиганд-рецепторных взаимодействиях и, возможно, на образовании различных по структуре и биологической активности продуктов окислительного распада.

Результаты исследования противоопухолевого действия j3-каротина существенно стимулировали интерес к другим, более активным соединениям этого класса, в первую очередь ликопину, астаксантину и фукоксантину.

Широкие экспериментальные и эпидемиологические исследования противоопухолевого действия ликопина, обобщенные в ряде обзорных статей [19, 28, 29, 128], достаточно убедительно подтвердили его эффективность.

В проведенных в США в 1988-1994 гг. исследованиях было достоверно показано обратное соотношение между уровнем ликопина в плазме крови и риском возникновения рака [47, 64, 99]. При анализе результатов 72 эпидемиологических исследований установлено, что в 57 из них наблюдалась обратная зависимость между содержанием ликопина в рационе питании или его уровнем в крови и риском развития рака легких, желудка, колоректального и эзофагального рака, рака ротовой полости, а также предстательной, поджелудочной, молочной желез, яичников и матки.Особенно тесная корреляция была установлена в случае рака предстательной железы, легких и желудка [37, 49, 136].

В проведенных в Италии исследованиях [45] обнаружено снижение риска развития рака ротовой полости, гортани, пищевода, желудка, толстой и прямой кишки при потреблении больших количеств ликопинсодержащих продуктов (томатов).

Интерес представляют данные о влиянии потребления ликопинсодержащих продуктов на риск возникновения опухолей легких. В ряде проспективных когортных исследований каротиноиды ликопин, j3-криптоксантин, лютеин/зеаксантин, j3-каротин (но не j3-каротин) снижали риск развития рака легких, хотя недостоверно и в невысокой степени [46]. В 2 проспективных когортных исследованиях, проведенных в США, установлена статистически значимая корреляции между потреблением ликопина (как и j3-каротина) и снижением риска возникновения рака легких. Более того, по этим же данным, ликопин снижал риск развития опухоли даже у курильщиков [91].

Важное значение имеют исследования защитного действия каротиноидов при 2 весьма распространенных в развитых странах видах рака - предстательной железы у мужчин и молочной железы - у женщин.

Проведенные в последние годы эпидемиологические исследования свидетельствуют об обратной корреляции между уровнем ликопина в рационе питания или его уровнем в крови и риском развития рака предстательной железы [49]. В 5 из проведенных в США исследованиях снижение риска рака предстательной железы на 30-40% связывали с потреблением больших количеств томатов или ликопина, в 3 случаях снижение частоты заболевания не превышало 30%, а в 7 - не наблюдалось связи между уровнем ликопина и частотой рака предстательной железы. Установлена также обратная зависимость между содержанием ликопина в крови и уровнем в плазме крови маркера рака данной локализации - специфического антигена PSA [21]. Обнаружено избирательное снижение уровня ликопина в крови и предстательной железе у больных раком, соответственно на 44 и 78% [110].

Выяснению роли ликопина и других каротиноидов в профилактике рака молочной железы у женщин посвящено значительно меньше исследований, несмотря на высокую смертность от этого заболевания. В проведенных в Уругвае исследованиях "случай-контроль", включающих 400 случаев рака и 405 контрольных, установлена обратная корреляционная зависимость между количеством фруктов, овощей, витаминами С и Е и ликопином в рационе питания и риском развития рака молочной железы [110]. Результаты исследований "случай-контроль" (по 270), проведенных в Нью-Йорке в 1985-1994 гг., выявили возрастание частоты рака молочной железы у женщин с низким общим уровнем каротиноидов в крови, включая α- и β-каротин, ликопин, β-криптоксантин, лютеин/зеаксантин [125]. Схожие результаты получены в исследованиях [122], включающих 604 случаев рака молочной железы и 626 контрольных, в ходе которых выявлено снижение риска заболеть раком на 40-50%, ассоциированное с высоким уровнем в крови ликопина, α-каротина, β-криптоксантина, лютеина/зеаксантина.

Анализируя данные научных исследований, FDA (США) подчеркивает, что не найдено заслуживающих доверия доказательств существования связи между потреблением ликопина и снижением риска рака предстательной железы, молочной, поджелудочной железы, легких, желудка, железы, колоректального рака, рака яичника и эндометрия. Ограниченное число доказательств указывает на возможную зависимость между потреблением томатов и снижением риска рака предстательной железы, яичника, желудка и поджелудочной железы [70].

Антиканцерогенный эффект ряда каротиноидов и других микронутриентов (j3-каротина, ликопина, -криптоксантина, витаминов Е и С, фолатов) изучен в обширном исследовании, включавшем более 120 000 больных раком мочевого пузыря, при этом установлена обратная связь только с потреблением j3-криптоксантина [137]. Обогащенный j3-криптоксантином апельсиновый сок усиливал антигепатоканцерогенное действие смеси каротиноидов и статистически достоверно снижал число случаев рака печени у больных вирусным гепатитом [98].

Клеточные и молекулярные механизмы антиканцерогенного действия каротиноидов широко изучены в экспериментах на животных и клеточных системах. Антимутагенная активность ликопина и лютеина показана в тесте Эймса. Оба каротиноида в малых дозах тормозили формирование аберрантных крипт в толстой кишке крыс, которым вводили интраректально N-метилнитрозомочевину [96]. Внутрибрюшинное введение крысам обогащенного ликопином масляного экстракта томатов подавляло увеличение размеров и числа опухолей, индуцированных 7,12-диметилбензантраценом (ДМБА) [114]. Ликопин (но не j3-каротин и другие каротиноиды) значительно тормозил индуцированные диэтилнитрозамином (ДЭН) пренеопластические процессы в печени, изменяя активность CYP2E1, осуществляющего образование активных метаболитов ДЭН [8], но, в отличие от лютеина и фукоксантина, не оказывал влияния на индуцированные диметилгидразином (ДМГ) пренеопластические изменения толстой кишки [71].

Полагают, что ликопин может подавлять канцерогенное действие соединений, претерпевающих метаболическую токсификацию (например, ДМБА, афлатоксины), путем изменения активности ферментов метаболизма ксенобиотиков - системы цитохромов Р450, глутатион-S-трансферазы, хинонредуктазы [18].

Антиканцерогенное действие ликопина может быть опосредовано его влиянием на редокс-статус клетки, от которого зависит активность ряда транскрипционных факторов, контролирующих экспрессию генов антиоксидантных ферментов и ферментов метаболизма ксенобиотиков [20]. У хомяков ликопин дозозависимо снижал число ДМБА-индуцированных опухолей, модулировал чувствительность к перекисному окислению липидов (ПОЛ), что сопровождалось повышением уровня восстановленного глутатиона и активности глутатионзависимых ферментов буккального эпителия, печени и эритроцитов.

Менее изучена антиканцерогенная активность астаксантина. У мышей с иннокулированными клетками фибросаркомы астаксантин подавлял рост опухоли и стимулировал иммунный ответ против антигенов, экспрессируемых опухолью [66]. Подавляющее действие астаксантина, включенного в рацион мышей в количестве 0,1 или 0,4%, на рост опухоли молочной железы носило дозозависимый характер и было более выраженным, чем действие j3-каротина и кантаксантина в тех же концентрациях [33]. Астаксантин способствовал снижению канцерогенности афлатоксина B1, что проявлялось в уменьшении числа и размера пренеопластических образований в печени крыс и было связано с изменением его метаболизма в сторону образования менее токсичных производных [52]. Кроме того, астаксантин эффективно защищал печень крыс от повреждающего действия четыреххлористого углерода, метаболическая токсификация которого осуществляется СYР2Е1 [68].

С точки зрения антиканцерогенной активности большой интерес представляют каротиноиды бурых водорослей - фукоксантин, неоксантин и их метаболиты: фукоксантинол, галоцинтиаксантин и другие, в структуре которых содержатся уникальные для этого класса веществ функциональные группы - алленовая и эпоксидная.

В экспериментах на мышах фукоксантин практически полностью подавлял ДМБА-инициированный и промотированный 12-О-тетрадеканоилфорбол-13-ацетатом канцерогенез кожи, проявляя значительно большую активность, чем зеаксантин, j3- и j3-каротины [97]. У мышей линии С57В1/6 при введении с питьевой водой фукоксантина в концентрации 0,005% достоверно уменьшались частота и количество индуцированных N-этил-N’-N-нитрозогуанидином опухолей в двенадцатиперстной кишке [101]. У фукоксантина обнаружена способность подавлять рост редкой формы первичной экссудативной лимфомы в экспериментах как in vivo, так и in vitro, что сопровождалось подавлением экспрессии антиапоптотических белков и усилением апоптоза [133].

In vitro сравнительное изучение влияния 15 каротиноидов на выживаемость и рост 3 линий клеток рака предстательной железы (PC-3, DU-145 и LNCaP) показало, что ациклические каротиноиды из томатов - фитофлюин, j3-каротин, ликопин - в концентрации 20 мкМ снижают выживаемость клеток линии РС-3 соответственно на 60,6; 63,6 и 58,7%, но не влияют на выживаемость клеток LNCaP. Фукоксантин и неоксантин в еще большей степени подавляли выживаемость клеток всех 3 линий. Астаксантин в той же концентрации значительно снижал выживаемость клеток линии РС-3, но не был активен в отношении клеток DU-145 и LNCaP. Кантаксантин, j3-криптаксантин, зеаксантин и фитоин (из томатов) не оказывали влияния ни на выживаемость, ни на рост этих клеточных линий [76].

Ликопин в концентрации всего 1 мкМ подавлял рост клеток LNCaP на 31%, а в концентрации 5 мкМ индуцировал апоптоз и увеличивал более чем в 2 раза число клеток в фазе G(2)/M клеточного цикла [58]. Высокую активность, значительно превосходящую действие α- и β-каротина, ликопин прявлял и в отношение других видов раковых клеток человека - эндометрия, молочной железы (MCF-7), легких (NCI-H226). При этом его IC50 составляла 1-2 мкМ [79]. Дозозависимое действие, подавляющее пролиферацию злокачественных клеток, ликопин оказывал на клетки рака толстой кишки (НuСС), лейкоцитарной лейкемии (K562), эритролейкемии (EHEB) и клетки Raji (прототип лимфомы Беркетта) в концентрации от 1 до 4 мкМ [111]. В то же время, изучая антипролиферативное действие ликопина в концентрации от 0,0001 до 10 мкМ на 7 линиях клеток человека [25], авторы сделали вывод, что в дозах, находящихся в физиологических пределах, ликопин не проявляет существенной активности.

Фукоксантин, неоксантин и их метаболиты подавляли рост и индуцировали апоптоз различных линий раковых клеток человека: предстательной железы РС-3, DU-145 и LNCaP [76] гепатокарциномы Hep-G2 [38], лейкемии HL-60 [73], рака толстой кишки HT-29, CaCo-2, DLD-1 [56], рака мочевого пузыря [139]. In vitro антиканцерогенная активность этой группы каротиноидов выше других.

Механизмы антиканцерогенного действия каротиноидов

Антиканцерогенное действие каротиноидов обычно приписывают их антиоксидантным свойствам и в первую очередь способности не только улавливать активные формы кислорода и другие свободные радикалы, но и значительно ослаблять индуцированный канцерогенами окислительный стресс путем повышения активности глутатионового редокс-цикла клетки [20]. Другие механизмы, определяющие антиканцерогенную активность каротиноидов, связаны с их способностью влиять на апоптоз, межклеточные контакты, факторы роста и клеточный цикл, экспрессию ферментов метаболизма ксенобиотиков (канцерогенов) [42, 62, 84, 113].

Наиболее полная информация по механизмам онкопротекторного действия каротиноидов, не связанным с их антиоксидантной активностью, получена для ликопина и фукоксантина.

Способность ликопина индуцировать апоптоз показана не только in vitro в отношении различных линий раковых клеток, но и в исследованиях in vivo. Используя модель рака предстательной железы крыс Dunning R3327-H, авторы [27] продемонстрировали, что включение в рацион крыс ликопина и томатов приводило к уменьшению размера опухолей, подавлению пролиферации и усилению апоптоза. Развитие у крыс индуцированной N-метил-N’-нитро-N-нитрозогуанидином карциномы желудка существенно подавлялось ликопином и сопровождалось усилением апоптоза в результате изменения экспрессии про- и антиапоптотических белков и каспаз 8 и 3 [127].

Усиливать апоптоз могут не только исходные каротиноиды, но и продукты их окислительной трансформации, прежде всего содержащие активированную карбонильную группу. Было показано, что образующиеся при окислительном превращении ликопина кетоальдегиды 2-метил-6-оксо2,4-гептадиеналь и 1-метил-8-оксо-2,4,6-нонатриеналь (МОN) индуцируют апоптоз клеток линии HL-60 [138]. При этом MON подавлял экспрессию антиапоптотических белков Вcl-2 и Bcl-XL, не влияя на уровень проапоптотического белка Bax, и повышал активность каспаз 8 и 9, которые специфически включаются в активацию соответственно рецепторного и митохондриального пути развития апоптоза.

Ликопин подавлял пролиферацию клеток рака полости рта (KB-1) и рака молочной железы (MCF-7), чему сопутствовали подавление экспрессии ядерного антигена клеточной пролиферации (PCNA) и индукция экспрессии коннексина 43, образующего щелевые межклеточные контакты, с помощью которых осуществляется передача межклеточных сигналов, регулирующих пролиферацию, дифференцировку и апоптоз [44, 86].

Антиканцерогенное действие ликопина связывают и с его влиянием на факторы роста, в частности на инсулиноподобный фактор роста IGF-1, высокий уровень которого в крови может быть причиной повышенного риска возникновения опухолей молочной железы и предстательной железы. In vitro ликопин в физиологических концентрациях подавлял стимулированный IGF-1 рост клеток рака молочной железы (MCF-7), эндометрия (Ishikawа и ECC-1), легких (NCI-H226) [79, 94]. Включение ликопина в корм крыс с моделью рака предстательной железы приводило к подавлению роста опухоли и одновременно к подавлению экспрессии IGF-1 [117]. Ликопин снижал уровень IGF-1, не влиял на число и аффинность IGF-рецепторов, но увеличивал уровень мембранных IGF-связывающих белков (IGFBP) [68]. Как in vitro, так и in vivо показано, что одним из важных механизмов подавляющего действия ликопина на индуцированную IGF-1 пролиферацию злокачественных клеток является подавление ликопином экспрессии циклина D1 [31].

Факторы роста оказывают регулирующее влияние на прогрессию клеточного цикла главным образом в фазе G1, неконтролируемый характер которой является одним из факторов опухолевого роста. Ликопин тормозил стимулирующее влияние IGF-1 на рост раковых клеток линии MCF-7 и клеток предстательной железы, подавляя развитие клеточного цикла [69]. Аналогичное действие оказывал ликопин на клетки рака эндометрия, легких и предстательной железы, индуцируя арест клеточного цикла в фазе G1 [79].

Исследование механизмов антиканцерогенного действия фукоксантина и других каротиноидов с алленовой и эпоксидной группировками показало, что они обладают способностью индуцировать апоптоз, тормозить развитие клеточного цикла, положительно влиять на межклеточные контакты в различных линиях раковых клеток.

В клетках линии HepG2 и DU145 фукоксантин индуцировал остановку клеточного цикла в фазе G1, что сопровождалось усилением экспрессии белка - регулятора клеточного цикла GADD45A [135]. Исследования [38] показали, что торможение роста клеток линии HepG2 и блокирование клеточного цикла являются следствием подавления экспрессии мРНК и белка циклина D, а также снижения активности комплекса циклин D/cdk4 с последующим нарушением фосфорилирования Rb-белка - ключевого фактора, обеспечивающего переход фазы G1 клеточного цикла в фазу S.

Фукоксантин в концентрации 25 мкМ подавлял рост клеток аденокарциномы толстой кишки линии WiDr, приводил к остановке клеточного цикла в фазе G0/G1, не влияя на уровень циклина D, но усиливая экспрессию ингибитора циклинзависимой киназы (cdk) 4 - p21WAF1/Cip1. Увеличение концентрации фукоксантина до 50 мкМ индуцировало апоптоз клеток [39]. В концентрациях от 1 до 20 мкМ фукоксантин подавлял пролиферацию клеток гепатомы человека SK-Hep-1, блокировал клеточный цикл в фазе G0/G1, индуцировал апоптоз, усиливал экспрессию мРНК и белка коннексинов 43 и 32, как следствие, значительно усиливались щелевые межклеточные коммуникации [85].

При изучении механизма индуцированного фукоксантином и неоксантином апоптоза в клетках рака предстательной железы человека PC-3 было обнаружено, что они подавляют экспрессию белков Bax и Bcl-2, не влияют на Вcl-XL и активируют каспазу 3 [75]. Способность фукоксантина снижать уровень антиапоптотического белка Bkl-2 и усиливать апоптоз была показана на клетках линий CaCo-2, NT29 и DLD [55].

По данным [77], усиление апоптоза клеток линии HL-60 фукоксантином имеет другой механизм, связанный со снижением мембранного потенциала митохондрий и активацией каспазы-3 и не зависящий от генерации АФК или изменений уровня белков - регуляторов апоптоза Bcl-2, Вcl-XL, Bax. В то же время в исследованиях [73] на той же линии клеток HL-60 фукоксантин приводил к накоплению АФК, усилению апоптоза, снижению уровня Вcl-XL, возрастанию активности каспаз 3 и 7 и поли(АДФ-рибозо)-полимеразы (PARP). При этом N-ацетилцистеин, активный перехватчик АФК, подавлял индуцированную фукоксантином активность каспаз и апоптоз клеток.

Аналогичный описанному в работе [77] механизм развития апоптоза - снижение мембранного потенциала митохондрий, выход цитохрома С и апоптозиндуцирующего фактора (AIF) c последующей активацией каспаз - отмечен при действии неоксантина на клетки рака толстой кишки человека НТС116 [124].

В вирусмалигнизированных Т-лимфоцитах фукоксантин и в 2 раза более активно его метаболит фукоксантинол блокировали клеточный цикл в фазе G1, снижая экспрессию циклинов D1 и D2, cdk4 и cdk6, а также индуцировали апоптоз, подавляя экспрессию антиапоптотических белков и активируя каспазы 3, 8 и 9 [59].

Метаболиты фукоксантина - галоцинтиаксантин и фукоксантинол - проявляли более сильное, чем фукоксантин, антипролиферативное действие на клетки линии HL-60, MCF-7 и CaCo-2. Усиление апоптоза клеток сопровождалось снижением экспрессии антиапоптотического белка Bkl-2 [74].

При изучении влияния изомеров фукоксантина на пролиферацию раковых клеток линий HL-60, Caco-2, PC-3 и LNCap установлено, что все формы каротиноида активны, но в наибольшей степени эффективны 13-цис- и 13’-цис-изомеры [95]. Полученные данные о влиянии изомеров фукоксантина на уровень белков семейства Bcl-2 свидетельствует о том, что индукция апоптоза клеток изученных линий является, по крайней мере, одним из механизмов противоопухолевого действия всех изомеров фукоксантина. Более высокая активность цис-изомеров обусловлена, по-видимому, лучшим стереохимическим соответствием и, следовательно, сродством к транскрипциональным факторам, контролирующим пролиферацию раковых клеток [95].

Важное место среди возможных механизмов антиканцерогенного действия каротиноидов отводится их влиянию на активность ферментов, осуществляющих как токсификацию, так и детоксикацию канцерогенных соединений. В основе этого влияния лежит способность каротиноидов и их метаболитов напрямую взаимодействовать с факторами транскрипции (в частности с лигандактивируемыми ядерными рецепторами) либо опосредованно, через изменение редокс-статуса клетки, активировать редокс-чувствительные факторы транскрипции [113]. Имеются доказательства связи антиканцерогенного действия каротиноидов с их влиянием на различные транскрипционные факторы, такие как ретиноидные рецепторы, белок активатор-1 (АР-1), активируемый пролифератором пероксисом рецептор (PPAR), факторы AhR и Nrf2, регулирующие экспрессию генов, содержащих ксенобиотик-респонсивный элемент (XRE) и/или антиоксидант-реcпонсивный элемент (ARE), он же - электорофил-респонсивный элемент (EpRE) [82, 84, 129]. Важно отметить, что к таким генам относятся гены ключевых ферментов метаболизма ксенобиотиков - цитохромы Р450 семейства 1 - CYP1A1 и CYP1A2, ферменты II фазы - UDP-глюкуронозилтрансфераза, глутатионтрансфераза, гемоксигеназа, хинонредуктаза и ряд антиоксидантных ферментов.

В печени крыс, получавших кантаксантин всего по 10 мг на 1 кг рациона, возрастала активность этоксирезоруфиндеалкилазы (СYP1A1), метоксирезоруфиндеалкилазы (CYP1A2), пентозорезоруфиндеалкилазы (CYP2B1/2), UDP-глюкуронозилтрансферазы и хинонредуктазы. Астаксантин характеризовался тем же эффектом воздействия на ферменты, но при использовании в значительно больших количествах. Ликопин и лютеин не влияли на активность ферментов. При этом установлено, что кантаксантин и астаксантин индуцируют экспрессию белка СYP1A1 и СYP1A2 [51].

В сообщении [23] у крыс-самок ликопин в дозе от 0,001 до 0,1 г на 1 кг массы тела индуцировал в печени активность СYP1A1 и в большей степени - СYP3А.

Включение в рацион крыс биксина, кантаксантина или астаксантина приводило к возрастанию активности СYP1A1 не только в печени, но и в легких и почках, а активности СYP1A2 - в печени и легких [62]. Менее значительным было увеличение в печени активности СYP2В1/2 и СYP3A.

Не обнаружено влияния β-каротина, даже в больших количествах, на активность СYP1A1 и СYP1A2 у крыс и мышей, в то время как j3-апо-8-каротиналь вызывал многократное увеличение активности и экспрессии белка этих цитохромов в печени крыс [53].

В связи с приведенными данными заслуживают внимания исследования [52], в которых показано, что включение в рацион крыс j3-апо-8-каротиналя, кантаксантина или астаксантина (но не ликопина или витамина А) уменьшает число и размер индуцированных афлатоксином В1 пренеопластических очагов в печени. In vitro эти каротиноиды усиливали катализируемое CYP1A гидроксилирование афлатоксина В1 с образованием менее токсичного афлатоксина М1. Можно предположить, что определенный вклад в хемопротекторное воздействии j3-апо-8-каротиналя, кантаксантина и астаксантина вносит их активирующее влияние на ключевой фермент детоксикации ксенобиотиков - UDP-глюкуронозилтрансферазу [51, 53].

Интерес представляют результаты изучения влияния каротиноидов на фактор транскрипции Nrf2, под контролем которого находится экспрессия многих ARE-содержащих генов ферментов II фазы метаболизма ксенобиотиков и антиоксидантных ферментов. Nrf2 и контролируемая ими система ферментов обеспечивают защиту клетки от действия АФК и электрофильных соединений.

Установлено, что ликопин и, в меньшей степени, другие каротиноиды (β-каротин, астаксантин, фитоен, фитофлуен) индуцируют экспрессию белка и мРНК хинонредуктазы и j3-глутамилцистеинсинтетазы, т.е. скорость лимитирующего фермента синтеза глутатиона в культуре клеток MCF-7 и HepG2 [12]. Индуцирующее действие каротиноидов сопровождалось транслокацией Nrf2 из цитоплазмы в ядро. Введение ликопина в дозе от 0,001 до 0,05 г/кг индуцировало активность хинонредуктазы в печени крыс-самок, а в дозе 0,1 г/кг - и активность глутатионтрансферазы [23].

В ряде исследований показано, что активировать Nrf2 способны не сами гидрофобные каротиноиды (такие как ликопин), а их окисленные метаболиты, например апо-10’-ликопиноиды [82, 84]. Так, in vitro метаболит ликопина - апо-10’-ликопиноевая кислота в клетках эпителия бронхов человека BEAS-2B стимулировала транслокацию и накопление фактора Nrf2 в ядре, что приводило к индукции активности и экспрессии гена гемоксигеназы-1, а также активности хинонредуктазы, глутатионтрансферазы, глутаматцистеинлигазы и общего содержания глутатиона в клетках [82]. Способность индуцировать экспрессию гена гемоксигеназы-1 в клетках BEAS-2B проявляли и апо-10’-ликопинол и апо-10’-ликопинал.

Интерес представляют данные, полученные in vitro, на клетках MCF-7, раскрывающие возможные механизмы антиканцерогенного действия ликопина в отношении ДМБА [129]. В клетках, подвергавшихся действию ДМБА, ликопин подавлял активность и экспрессию регулируемых транскрипционным фактором AhR цитохромов Р450 - CYP1A1 и 1B1 (которые осуществляют метаболическую токсификацию ДМБА), и вызывал 4-кратное возрастание активности UDP-глюкуронозилтрансферазы - фермента, обеспечивающего метаболическую детоксикацию ДМБА.

Иммуномодулирующее действие каротиноидов

Важным аспектом антиканцерогенного действия каротиноидов (наряду с их влиянием на механизмы пролиферации, выживаемости и апоптоза раковых клеток) являются иммуномодулирующая активность и воздействие на иммунный контроль образования злокачественных клеток.

Обзор литературных данных по этому вопросу свидетельствует о том, что как β-каротин, так и каротиноиды, не являющиеся предшественниками витамина А (лютеин, ликопин, кантаксантин, астаксантин), усиливают клеточный и гуморальный иммунитет и неспецифические иммунные функции у животных и человека [13, 14, 32, 104]. Они усиливают митогениндуцированную пролиферацию Т- и В-лимфоцитов in vitro и ex vivo, повышают число Т-хелперов, макрофагов, натуральных киллеров (NK), цитотоксических Т-клеток, усиливают продукцию TNF-α, что может приводить к усилению гибели раковых клеток, подавлению роста опухоли и ее регрессии

Иммуномодулирующее действие каротиноидов в значительной степени связано с их антиоксидантной активностью и мембраностабилизирующими свойствами [32]. Высокое содержание полиненасыщенных жирных кислот (ПНЖК) в мембранах иммунокомпетентных клеток делает их особо чувствительными к окислительному стрессу, и каротиноиды, защищая их от ПОЛ, способствуют сохранению или усилению функциональной активности клеток.

Способность β-каротина усиливать бласттрансформацию лимфоцитов показана in vitro и in vivo в опытах на лабораторных и домашних животных [13, 15, 90]. В одной из ранних работ [15] длительное, в течение 66 нед, содержание крыс на рационах с включением β-каротина или кантаксантина в количестве 0,2% приводило к усилению ex vivo митогениндуцированной пролиферации Т- и В-лимфоцитов селезенки. Возрастание фитогемагглютининдуцированной пролиферации лимфоцитов наблюдали и у мышей, получавших рацион, обогащенный β-каротином [34]. У коров, получавших корм, обогащенный β-каротином, обнаружено усиление индуцированной фитогемагглютинином, конканавалином А и антигеном лаконоса пролиферации лимфоцитов периферической крови, а также возрастание фагоцитарной и антибактериальной активности нейтрофилов [90].

В серии экспериментов на хомячках с ДМБА-индуцированной плоскоклеточной карциномой защечного мешка было показано [117], что β-каротин и в меньшей степени кантаксантин при локальном действии на опухоль вызывают ее полную регрессию соответственно в 20 и 15% случаев и частичную в остальных. В ткани опухолей, подвергавшихся действию β-каротина, резко возрастало число TNF-α-позитивных макрофагов и способность их лизировать опухолевые клетки [13].

Суммируя результаты клинических испытаний β-каротина в достаточно широком диапазоне доз, автор [14] отмечает, что в большинстве исследований не обнаружено существенных изменений параметров иммунного статуса, хотя в отдельных случаях у пожилых (старше 50 лет) людей длительное дополнительное потребление β-каротина приводило к существенному возрастанию активности NK клеток.

В отличие от β-каротина, астаксантин - каротиноид с максимально выраженными антиоксидантными свойствами - проявлял значительную иммуномодулирующую активность и уменьшал показатели окислительного стресса и воспаления у молодых (средний возраст - 21,5 года) женщин [104]. Участницы рандомизированного двойного слепого плацебо-контролируемого испытания получали в течение 8 нед астаксантин в количестве 2 или 8 мг в день. В плазме крови дозозависимо возрастала концентрация астаксантина, снижался уровень С-реактивного белка и биомаркера окислительного повреждения ДНК - 8-OH-2dG. Астаксантин стимулировал митогениндуцированную пролиферацию лимфоцитов и цитотоксическую активность NK-клеток, вызывал увеличение общего количества Т- и В-клеток. При максимальной дозе астаксантина к концу периода наблюдения в плазме крови возрастала концентрация IFN-γ и L-6.

Включение астаксантина и β-каротина в рацион мышей в количестве 0,1 или 0,4% приводило к возрастанию ex vivo фитогемагглютинининдуцированной бласттрансформации спленоцитов. В количестве 0,1% астаксантин усиливал цитотоксичность лимфоцитов [34]. Астаксантин, в меньшей степени лютеин и β-каротин восстанавливали пониженную у старых мышей продукцию антител в ответ на действие Т-зависимых антигенов, что сопровождалось увеличением числа клеток, секретирующих IgM и IgG [67].

Полученные in vitro данные также свидетельствуют о высокой иммуномодулирующей активности астаксантина. При добавлении астаксантина в среду роста мононуклеарных клеток, выделенных из периферической крови пожилых людей или из пуповинной крови новорожденных, обнаруживали усиление образования IgM, IgG и IgA в ответ на Т-зависимые антигены. В этих же условиях β-каротин не влиял на продукцию иммуноглобулинов [65].

Астаксантин в концентрации 2*10-8 М стимулировал продукцию IgM и IgG в выделенных спленоцитах мышей BALB/c [100]. В этой концентрации β-каротин не оказывал влияния на продукцию иммуноглобулинов, а кантаксантин проявлял слабую активность. Эти каротиноиды также стимулировали выработку IL-1α и TNF-α перитонеальными клетками. Максимальная цитокининдуцирующая активность изменялась следущим образом: астаксантин>кантаксантин>β-каротин. С высокой цитокининдуцирующей активностью астаксантина связывают его способность подавлять аутоиммунные реакции и оказывать положительный терапевтический эффект при таких заболеваниях, как ревматоидный артрит, рассеянный склероз, болезнь Крона, запястный туннельный синдром.

В исследованиях in vitro также было обнаружено, что лютеин (но не β-каротин) способен усиливать стимулированную Т-зависимыми антигенами продукцию антител спленоцитами мышей В6 [67].

Длительное обогащение рациона собак лютеином (от 5 до 20 мг) приводило к дозозависимому возрастанию содержания лютеина/зеаксантина в плазме крови и стимулированию клеточного и гуморального иммунитета. Лютеин усиливал реакцию гиперчувствительности замедленного типа в ответ на фитогемагглютинин, усиливал митогениндуцированную пролиферацию лимфоцитов и процентное содержание клеток, экспрессирующих CD5, CD4, CD8 [72].

Имеется ряд сообщений об антибактериальной эффективности астаксантина; заслуживают внимания данные о его терапевтическом действии при воспалении слизистой облолочки желудка, ассоциированном с Helicobacter pylori и характеризующемся активацией фагоцитов и усилением выработки INF-γ. Было показано, что у мышей, инфицированных H. pylori, а затем получавших экстракт водоросли Haemmatococcus с высоким содержанием астаксантина, наблюдаются значительное (4-кратное) снижение колонизации слизистой оболочки желудка и ослабление на 35% воспалительного процесса [16]. Обзор эпидемиологических исследований о связи между раком желудка, H. pylori и алиментарными факторами выявил определенный защитный эффект пищевых антиоксидантов, в том числе β-каротина [50].

Противовоспалительное действие фукоксантина и лютеина изучали на модели эндотоксининдуцированного увеита (ЭИУ) у крыс [67, 115]. Фукоксантин и лютеин при внутривенном введении дозозависимо тормозили развитие ЭИУ, что сопровождалось снижением уровней простагландина Е2 (PGE2), окиси азота NО, IL-6 и TNF- в водных средах глаза. Лютеин также подавлял активацию NF-kB в ресничном теле глаза. Авторы делают вывод, что противовоспалительное действие лютеина является результатом подавления активности NF-kB с последующим снижением продукции провоспалительных медиаторов.

Кардиопротекторное и антиатерогенное действие каротиноидов

Важным фактором кардиопротекторного действия каротиноидов является их влияние на транспортные формы холестерина и триглицеридов - липопротеиды низкой плотности (ЛПНП) и липопротеиды высокой плотности (ЛПВП), состояние и баланс которых лежат в основе патогенеза атеросклероза.

При поступлении в кровь каротиноиды быстро встраиваются, главным образом (на 80%) в ЛПНП, мембраны форменных элементов крови, клеток стенок сосудов, тормозя накопление в них окисленных форм липидов, в том числе холестерина [2]. Окисленные ЛПНП играют ключевую роль в патогенезе атеросклероза, так как они инициируют процесс образования атеросклеротических бляшек. Окислительная модификация ЛПНП облегчает их распознавание и захват макрофагами артериальной сосудистой стенки с последующим образованием "пенистых" клеток и атеросклеротических бляшек. Модифицированные ЛПНП могут также активировать другие механизмы, усиливающие риск сердечно-сосудистых заболеваний, в том числе ишемической болезни сердца (ИБС). Они способствуют аккумуляции холестерина в макрофагах, продуцируют цитотоксические белки, повреждающие эндотелий сосудов, индуцируют экспрессию молекул адгезии на поверхности эндотелиальных клеток, усиливают процесс коагуляции [107].

Несмотря на то что концентрация каротиноидов, в частности j3-каротина, в ЛПНП значительно ниже, чем токоферола, данные in vitro и in vivo свидетельствуют о том, что j3-каротин, хотя и значительно слабее, чем витамин Е, способен защищать их от окисления [63]. Кроме того, каротиноиды могут защищать и токоферолы от окисления, в первую очередь синглетным кислородом, а токоферолы, в свою очередь, улавливают пероксильные радикалы каротиноидов, способные инициировать развитие цепей свободнорадикального окисления.

Достоверная связь между низким общим содержанием каротиноидов в сыворотке крови и высоким уровнем окисленных ЛПНП обнаружена у женщин с избыточной массой тела и ожирением [11]. При этом не установлено связи между содержанием окисленных ЛПНП и уровнем α-токоферола и селена в сыворотке крови.

В исследованиях, проведенных на добровольцах, показано, что потребление в течение 3 нед ликопинсодержащих продуктов (томатного сока и кетчупа) приводило к снижению уровня общего и ЛПНП-ассоциированного холестерина в сыворотке крови и возрастанию резистентности ЛПНП к окислению ex vivo [116]. Антиатерогенное действие ликопина коррелировало с изменением содержания в сыворотке крови ликопина, α- и β-каротина. Схожие результаты получены в другом исследовании [107]: потребление в течение 1 нед ликопинсодержащих продуктов, обеспечивающее суточное поступление ликопина в количестве от 20 до 150 мг, сопровождалось значительным возрастанием уровня ликопина в сыворотке крови, подавлением ПОЛ сыворотки и окисления ЛПВП-ассоциированного холестерина.

В отличие от ликопина, j3-каротин проявлял слабое антиоксидантное действие в отношении ЛПНП или был неэффективен как антиоксидант. В ряде исследований на добровольцах он не оказывал существенного влияния на чувствительность ЛПНП к окислению, несмотря на то что его содержание в ЛПНП возрастало почти в 20 раз [108]. Содержание j3-каротина в плазме крови и в ЛПНП увеличивалось соответственно в 5,5 и 8,5 раза у добровольцев, получавших 50-100 мг/сут j3-каротина, однако это не влияло на резистентность ЛПНП к окислению [48].

Результаты ретроспективных и проспективных исследований свидетельствуют о наличии обратной зависимости между потреблением каротиноидов (главным образом β-каротина и ликопина) или их уровнем в сыворотке крови и риском сердечнососудистых заболеваний [24, 81, 83, 109, 126].

В большинстве проспективных исследований, проведенных в США, Дании, Финляндии, Италии, установлена обратная зависимость между количеством каротиноидов в рационе питания и риском сердечно-сосудистых заболеваний и атеросклерозом [24, 126]. Высокий уровень потребления с пищей j3-каротина снижал риск инфаркта миокарда, ИБС, инсультов; высокий уровень каротиноидов - предшественников витамина А в рационе снижал смертность от сердечной недостаточности и уменьшал количество бляшек в сонной артерии; высокий уровень пищевого лютеина ассоциировался с уменьшением риска ишемического инсульта.

В проспективных или "случай-контроль" исследованиях, проведенных в США и европейских странах, выявлена обратная зависимость между уровнем каротиноидов в сыворотке или плазме крови и риском сердечно-сосудистой патологии и смертности от нее [109, 126]. У лиц с высоким общим уровнем каротиноидов в сыворотке крови был снижен риск ИБС, а низкий уровень каротиноидов увеличивал риск инфаркта миокарда у курильщиков, а также смертность от сердечной недостаточности и инсульта. Уровни α- и β-каротина в плазме крови находились в обратной связи с атеросклеротическими изменениями сонной артерии и риском ишемического инсульта; низкий уровень ликопина в плазме или сыворотке крови ассоциировался с высоким риском атеросклероза, его ранним развитием, значительным возрастанием риска инфаркта миокарда и инсульта. У лиц с высоким уровнем α-каротина в сыворотке крови достоверно снижался риск смертности от сердечно-сосудистых заболеваний и рака [81]. Высокое содержание ликопина или β-каротина в жировой ткани коррелировало со значительным уменьшением (до 48%) риска инфаркта миокарда.

В отличие от данных обсервационных эпидемиологических наблюдений результаты клинических рандомизированных плацебо-контролируемых испытаний с использованием различных доз β-каротина не подтверждают гипотезу о снижающем риск сердечно-сосудистых заболеваний действии каротиноидов [107, 126]. Более того, в некоторых случаях, например после окончания проекта АТВС, у курильщиков возрастал риск первичного инфаркта миокарда и смертности от ИБС и инсульта.

Следует отметить, что клинические исследования кардиопротекторных и антиатеросклеротических свойств других, кроме β-каротина, каротиноидов практически отсутствуют.

В небольших исследованиях, проведенных на добровольцах, показано, что ликопин не только защищает холестерин ЛПНП и ЛПНП от окисления, но и снижает уровень общего и ЛПНПассоциированного холестерина в плазме крови [107, 116]. Гипохолестеринемический эффект ликопина, вероятнее всего, является результатом его подавляющего действия на синтез холестерина. В исследованиях in vitro ликопин в небольших концентрациях (0,5-2 мкМ), снижал уровень холестерина в клетках линии ТНР-1 (макрофаги человека) и подавлял экспрессию ключевого фермента синтеза холестерина - гидроксиметилглутарилСоА-редуктазы [105]. Инкубация эндотелиальных клеток аорты человека с ликопином в конечной концентрации 0,3 мкМ приводила к уменьшению экспрессии молекул адгезии и собственно самой адгезии моноцитов к клеткам эндотелия [89].

В рандомизированном плацебо-контролируемом исследовании, в котором участвовал 61 человек с гиперлипидемией невыраженной степени, длительное потребление астаксантина в количестве от 6 до 18 мг/сут приводило к снижению содержания триглицеридов в сыворотке крови и возрастанию уровня ЛПВП-ассоциированного холестерина и адипонектина [134]. У добровольцев, получавших астаксантин в дозе от 1,8 до 21,6 мг/сут в течение 14 дней, возрастала резистентность ЛПНП к окислению на 5-30,7% в зависимости от дозы [60]. По данным [43], в клинических исследованиях, охватывающих более 180 человек, астаксантин снижал в сыворотке крови уровень маркеров окислительного стресса и воспаления и улучшал реологические свойства крови.

Кардиопротекторное и антиатеросклеротическое действие астаксантина показано и в экспериментах на разных видах животных.

В исследованиях на мышах С57BL установлено, что включение в их рацион 0,02% астаксантина снижает выраженность изменений сердечной мышцы после высокой физической нагрузки и подавляет накопление в ней продуктов ПОЛ и окисления ДНК - 8-OH-2dG [6]. У кроликов с экспериментальным атеросклерозом астаксантин почти полностью предотвращал жировую инфильтрацию стенки аорты [112]. В другом эксперименте включение астаксантина в корм кроликов с экспериментальным атеросклерозом приводило к нормализации активности антиоксидантных ферментов и подавляло ПОЛ в аорте, но не влияло на ее атеросклеротические изменения [9]. Высокие дозы астаксантина (25-100 мг/кг рациона) снижали у крыс экспериментально повышенное АД и повышали чувствительность к инсулину [106].

Необходимо отметить, что каротиноиды могут влиять и на факторы, предрасполагающие к заболеваниям сердечно-сосудистой системы или отягощающие их, - ожирение, метаболический синдром, сахарный диабет типа 2. Одномоментное эпидемиологическое исследование, охватывающее 374 мужчин в возрасте от 40 до 80 лет, выявило обратную зависимость между содержанием каротиноидов в рационе питания и наличием у них метаболического синдрома [118]. Лица с высоким потреблением α- и β-каротина и ликопина имели меньшую окружность талии, меньшую массу висцерального и подкожного жира и более низкое содержание триглицеридов в сыворотке крови. В аналогичном исследовании, в котором участвовали более 900 человек того и другого пола, установлено, что при более низком уровне в сыворотке крови α- и β-каротина и β-криптоксантина тяжесть метаболического синдрома возрастала [121].

В эксперименте на модели метаболического синдрома у крыс длительное введение астаксантина в дозе 50 мг/кг приводило к снижению АД, повышению чувствительности к инсулину, возрастанию уровня адипонектина и ЛПВП-ассоциированного холестерина, снижению содержания триглицеридов в плазме крови и уменьшению размера жировых клеток [57].

В ряде экспериментов на модели ожирения и сахарного диабета типа 2 у мышей линии КК-Ау было показано, что фукоксантин обладает способностью специфически влиять на энергетический обмен клетки, усиливая экспрессию разобщающего белка - 1 (UCP-1) - ключевого белка метаболического термогенеза. Включение в рацион мышей КК-Ау фукоксантина в количестве 0,2% в течение 4 нед вызывало существенное уменьшение привесов жировой ткани, возрастание в ней экспрессии UCP-1, снижение уровня глюкозы в крови и концентрации инсулина в плазме крови [87]. Установлено также, что у КК-Ау мышей фукоксантин снижает экспрессию мРНК провоспалительных адипоцитокинов, способствующих развитию инсулинорезистентности [56].

У мышей C57BL/6J, получавших высокожировой рацион, добавление в рацион 0,05 и 0,2% фукоксантина приводило к достоверному снижению массы тела и количества абдоминального жира, снижению уровня триглицеридов в плазме крови и печени. Фукоксантин подавлял активность ферментов синтеза жирных кислот и триглицеридов, но повышал активность ферментов окисления жирных кислот и экспрессию UCP-1 в эпидидимальной жировой ткани [61].

Радиопротекторное и фотозащитное действие каротиноидов

Проблема защиты организма от лучевых воздействий включает защиту от проникающей радиации, защиту кожи от УФ-излучения, лучей видимой и инфракрасной области света, защиту зрения от фотоиндуцированных заболеваний (возрастная дегенерация макулы, катаракта), провоцируемых видимым коротковолновым излучением (синяя часть видимого спектра). В основе действия указанных повреждающих факторов лежат общие механизмы и прежде всего активизация свободнорадикальных и перекисных процессов, приводящих к нарушению функций мембранных и других клеточных структур, повреждению белковых молекул и нуклеиновых кислот.

Каротиноиды в силу своих структурных особенностей могут выступать в качестве противодействующих факторов. Основной вклад в защиту клеток от излучений вносят антирадикальная и антиоксидантная активность каротиноидов, в первую очередь их способность к инактивации синглетного кислорода и -ОН-радикала и обрыву цепей свободнорадикального окисления, влияние на микровязкость и другие свойства биомембран. Каротиноиды известны как наиболее активные ловушки синглетного кислорода, превышающие многократно активность α-токоферола и других биологических антиоксидантов. Вклад в защитное действие гидрофобных каротиноидов (j3-каротина, ликопина) от УФ-повреждения клетки вносит, по-видимому, и их способность ориентироваться и располагаться параллельно поверхности клеточных мембран, выступая в роли фотоэкрана.

У крыс, получавших j3-каротин в дозе 5 мг/кг, при однократном воздействии γ-излучения биохимические и цитогенетические проявления радиационного поражения (накопление продуктов ПОЛ в сыворотке крови и печени, увеличение числа микроядер в клетках костного мозга) были значительно менее выражены, чем у крыс, не получавших j3-каротин [41]. Включение j3-каротина (90 мг/кг) в рацион облученных γ-излучением (при дозе не выше 650 рад) мышей линии СВА/J приводило к значительному увеличению выживаемости животных и средней продолжительности жизни. При γ-облучении беспородных мышей предварительное включение ликопина в рацион обеспечивало повышение средней продолжительности жизни с 7,7 до 27,9 сут, а также существенно увеличивало выживаемость животных - от 0 до 55% [3]. Ликопин оказался в 1,5-2 раза эффективнее j3-каротина, причем их радиозащитное действие положительно коррелировало с антиоксидантной активностью.

In vitro добавление ликопина в культуру лимфоцитов человека в концентрации от 1 до 10 мкг/мл приводило к подавлению вызванного γ-излучением усиления процессов ПОЛ и восстанавлению пониженной активности антиоксидантных ферментов, а также уменьшению числа микроядер [119]. В концентрации от 0,001 до 0,20 мкМ ликопин значительно снижал число индуцированных γ-излучением хромосомных аберраций в лимфоцитах [29].

Каротиноиды, в частности j3-каротин, ликопин, лютеин, астаксантин, кантаксантин, оказывают эффективное защитное действие на кожу как при остром, так и при хроническом воздействии УФ-излучения, являющемся самым сильным фактором риска в патогенезе рака кожи [10, 54, 120]. В коже, подвергнутой УФ-облучению, генерируются синглетный кислород, супероксиданион-радикал и пероксирадикалы, что может приводить к фотоокислительному повреждению молекул липидов, белков, ДНК и, как следствие, образованию эритем, преждевременному старению кожи, развитию фотодерматозов и даже рака кожи.

Данные о фотозащитном действии отдельных каротиноидов, преимущественно j3-каротина и ликопина, получены в исследованиях на добровольцах и в единичных клинических плацебо-контролируемых исследованиях [10, 54, 103, 120]. В исследованиях на добровольцах обнаружено, что потребление j3-каротина и ликопина или ликопинсодержащих продуктов в течение 10-12 нед приводит к существенному снижению чувствительности кожи к УФ-индуцированной эритеме [10, 120]. Так, потребление ликопина в количестве 10 мг в сутки в составе продуктов переработки томатов или в виде синтетического препарата в течение 12 нед приводило к возрастанию в сыворотке крови уровня ликопина и общего содержания каратиноидов у всех испытуемых. При этом чувствительность кожи к индуцированной УФ эритеме уменьшалась на 25% у лиц, получавших синтетический ликопин, и на 38-48% - у получавших ликопинсодержащие продукты.

В клиническом плацебо-контролируемом исследовании показано, что прием в течение 12 нед 24 мг/сут j3-каротина или 24 мг смеси каротиноидов (j3-каротина, ликопина и лютеина в равных частях) сопровождался значительным (в 3-4 раз) возрастанием уровня отдельных каротиноидов в сыворотке крови и общего их содержания в коже. Интенсивность УФ-индуцированной эритемы уменьшалась в одиноковой степени в обеих группах [54]. В клиническом двойном слепом плацебоконтролируемом исследовании фотозащитной эффективности лютеина и зеаксантина при воздействии УФ-лучей максимальным эффект был при комбинированном применении каротиноидов (местное + введение внутрь) [103].

Фотопротекторные свойства каротиноидов доказаны и в исследованиях in vitro с использованием различных линий клеток. Ликопин, лютеин и j3-каротин подавляли на 40-50% индуцированное УФВ ПОЛ в культуре фибробластов человека [40]. При этом максимальную активность проявлял ликопин.

Высокой фотозащитной активностью в исследованиях in vitro обладает астаксантин, который среди каротиноидов является наиболее активной ловушкой синглетного кислорода. При сравнении защитного действия астаксантина, кантаксантина и j3-каротина от УФ-облучения фибробластов кожи человека было обнаружено, что эффективность астаксантина значительно превосходит действие других каротиноидов [26]. Близкие результаты получены и в исследованиях, проведенных на фибробластах почки крысы (NRK), подвергавшихся действию УФ-света - концентрация, подавляющая накопление продуктов ПОЛ, оставляла для j3-каротина 100 нМ, для лютеина - 1000 нМ, а для астаксантина - всего 1 нМ [96].

Способность каротиноидов к захвату синглетного кислорода и ее роль в их фотопротекторной активности показана и в недавних исследованиях, проведенных на лысых мышах. Известно, что фотостарение кожи связано с активацией матриксной металлопротеиназы-9 (ММП-9), индуцирующей деградацию коллагена, разрушение структуры кожи и образование морщин. Исследования [92, 123] показали, что активация ММП-9 в коже лысых мышей под влиянием УФ-иррадиации по крайней мере частично опосредована действием 5α-ООН-холестерина - специфического продукта окисления холестерина синглетным кислородом. Включение в рацион j3-каротина подавляло экспрессию ММП-9 и накопление 5α-ООН-холестерина в коже мышей, а также уменьшало образование морщин при УФ-облучении.

Следует отметить, что наряду с антирадикальным действием возможным механизмом защитного действия j3-каротина и других каротиноидов на кожу является ингибирование циклооксигеназного и липоксигеназного путей образования провоспалительных метаболитов арахидоновой кислоты, усиливаемого УФ-облучением.

Каротиноиды и зрение

Обнаружение способности тканей глаза и в первую очередь желтого пятна сетчатки (макулы) и хрусталика избирательно накапливать лютеин и зеаксантин (стереоизомер лютеина) привело к интенсивному изучению их роли в поддержании и защиты зрения. Лютеин и зеаксантин поглощают излучение в синей области спектра (420-500 нм) и одновременно функционируют как эффективные ингибиторы свободнорадикальных процессов. Таким образом, они действуют, с одной стороны, как естественный светофильтр, защищающий фоторецепторы глаза и пигментный эпителий от фотоповреждения, а с другой - как эффективный комбинированный антиоксидант, особенно активный против фотохимически образующегося синглетного кислорода 1O2 и пероксинитрита [1, 4].

В макуле приматов сконцентрировано до 70% лютеина и зеаксантина от их общего содержания в глазу, что определяет желтизну этого участка сетчатки, в связи с чем их обозначают суммарно как макулярный пигмент. В ряде клинических исследований установлена прямая зависимость между потреблением лютеина и зеаксантина, их концентрацией в сыворотке крови и оптической плотностью макулярного пигмента [17, 36, 93]. Концентрация лютеина и зеаксантина в макуле выше, чем в сыворотке крови, примерно в 10 000 раз, что предполагает наличие активного транспортного механизма. В настоящее время из сетчатки глаза человека выделен ряд каротиноидсвязывающих белков, в том числе лютеин- и зеаксантинсвязывающий белки, которые избирательно и специфически взаимодействуют соответственно с лютеином и зеаксантином, возможно, как компоненты транспортной системы, переносящие их из крови в макулу [80].

Высокие концентрации ксантофиллов обнаружены также в мембране внешнего сегмента палочек, особенно чувствительных к окислительному повреждению из-за высокого содержания в них докозагексаеновой кислоты и кислорода [4]. Лютеин и зеаксантин по-разному ориентируются в толще мембраны: молекула зеаксантина расположена в мембране перпендикулярно ее плоскости, у лютеина одна часть молекулы ориентирована перпендикулярно, а другая изогнута под прямым углом и параллельна плоскости мембраны [2]. Перпедикулярная ориентация этих молекул в мембране предопределяет активное взаимодействие их полярных групп с мембранными белками, ориентирует их положение в мембране, стабилизирует химически, увеличивая устойчивость к окислительному повреждению.

Лютеин и зеаксантин как оксикаротиноиды более устойчивы к фотоповреждению и разрушающему действию свободных радикалов, чем другие каротиноиды, в том числе j3-каротин. Располагаясь на границе водной и липидной фаз, они способны проявлять активность в обеих. Важно отметить, что лютеин и зеаксантин активно взаимодействуют не только с 1О2, но и с пероксинитритом (наиболее активные повреждающие факторы глаза) [1, 4]. Содержания этих пигментов в глазу определяет индивидуальную предрасположенность к фотоиндуцированным глазным болезням, в том числе к возрастзависимым - возрастной макулярной дегенерации (ВМД) и катаракте. Во всех теориях патогенеза этих заболеваний основное значение отводится окислительному стрессу и повреждающему действию синего света [1, 4, 93].

В проведенных в 1993-1994 гг. эпидемиологических исследованиях "случай-контроль" группой Eye Disease Case Control Study (EDCCS) впервые было показано, что пища с высоким содержанием лютеина и зеаксантина снижает риск ВМД на 57%, а у лиц с концентрацией лютеин/зеаксантин в сыворотке крови ≥ 0,67 мкМ риск снижался на 70% по сравнению с таковыми при содержании этих каротиноидов в сыворотке крови в пределах ≤0,25 мкМ [17, 93].

Эти результаты были подтверждены и в последующих обсервационных исследованиях [7, 78, 131]. Согласно данным изучения по программе Carotenoids in Age-related Eye Disease Study (CAREDS), рацион питания с высоким содержанием лютеина и зеаксантина оказывает защитное действие при промежуточной стадии ВМД у женщин моложе 75 лет. Проведенные в рамках Age-related Eye Disease Study (AREDS) исследования выявили обратную зависимость между количеством поступающих с пищей лютеина и зеаксантина и риском неоваскулярной ВМД, географической атрофией и наличием больших друз (классификация ВМД рекомендуемая AREDS).

Следует отметить отсутствие широкомасштабных рандомизированных клинических исследований по профилактическому и лечебному влиянию алиментарных факторов (каротиноидов) на ВМД. В настоящее время проводится рандоминизированное двойное слепое плацебо-контролируемое исследование (AREDS2) с участием 4000 пациентов с ВМД, цель которого - оценить влияние на прогрессирование болезни ежедневного потребления лютеина (10 мг) + зеаксантина (2 мг), а также их комбинированного приема вместе с докозагексаеновой (350 мг) и эйкозапентаеновой (650 мг) кислотами [17, 78].

Лютеин и зеаксантин оказывают эффективное защитное действие и при другом возрастном фотозависимом заболевании - катаракте [4, 93]. Они являются единственными каротиноидами, присутствующими в хрусталике, хотя и в значительно более низкой концентрации, чем в макуле. Возрастное снижение прозрачности хрусталика и его помутнение при катаракте обусловлено усилением перекисного окисления с образованием соответствующих химических аддуктов, окислительной модификацией белков хрусталика, и их преципитацией.

Наличие взаимосвязи между уровнем лютеина/зеаксантина в рационе питания и развитием старческой катаракты прослеживается в результатах эпидемиологических исследований [4, 22, 30]. По данным [30], в проспективном когортном 12-летнем исследовании, охватывающем более 77 000 женщин старше 45 лет, при максимальном потребление лютенина и зеаксантина с пищей (медиана - 13,7 мг/сут) снижалось развитие требующей удаления катаракты на 22% по сравнению с низким (медиана - 1,17 мг) их потреблением. Не обнаружено взаимосвязи между развитием катаракты и уровнем других каротиноидов - α- и β-каротина, β-криптоксантина, ликопина. Особо отмечают положительный эффект шпината: потребление его не менее 2 раз в неделю приводило к снижению риска развития катаракты на 30-38%. Близкие результаты получены в аналогичных 8-летних исследованиях, включающих более 36 000 мужчин старше 45 лет, у которых более высокое содержание лютеина и зеаксантина в рационе снижало риск развития катаракты на 19% [22]. У лиц, употребляющих шпинат чаще 2 раз в неделю, риск развития катаракты, требующей удаления, снижался почти вдвое по сравнению с лицами, употребляющими шпинат реже 1 раза в месяц. Однако данные рандомизированных плацебо-контролируемых клинических исследований длительностью от 3 до 12 лет не выявили какого-либо влияния β-каротина (в дозе от 15 до 50 мг) изолированно или совместно с витаминами С и Е на развитие или прогрессирование катаракты как у мужчин, так и у женщин [7, 35, 88].

В заключение следует отметить, что в настоящее время накоплен большой экспериментальный материал, свидетельствующий о высокой потенциальной способности каротиноидов поддерживать здоровье человека и снижать риск многих хронических заболеваний, в том числе онкологических, сердечнососудистых, возрастных заболеваний глаза. Данные эпидемиологических исследований также свидетельствуют о том, что достаточная обеспеченность рациона питания человека каротиноидами может благоприятно влиять на его здоровье. В то же время результаты имеющихся сегодня клинических исследований не позволяют дать обоснованные рекомендации по установлению уровня физиологических потребностей в них для человека.

Литература

1. Владимиров Ю.А. // Соросовский образовательный журн. - 2000. - № 12. - С. 13-19.

2. Дадали В.А., Тутельян В.А., Дадали Ю.В., Кравченко Л.В. // Вопр. питания. - 2010. - № 2. - С. 4-18.

3. Капитанов А.Б., Пименов А.М. // Успехи соврем. биол. - 1996. - № 2. - C. 179-190.

4. Трофимова Н.Н., Зак П.П., Островский М.А. // Сенсорные системы. - 2003. - № 3. - С. 198-208.

5. Albanes D., Heinonen O.P., Taylor P.R. et al. // J. Natl Cancer Inst. - 1996. - Vol. 88. - P. 1560-1570.

6. Aoi W., Naito Y., Sakuma K. et al. // Antioxid. Redox Signal. - 2003. - Vol. 5. - P. 139-144.

7. Ared S. // Arch. Ophthalmol. - 2001. - Vol. 119. - P. 14 3 0 -14 5 2 .

8. Astorg P., Gradelet S., Berges S., Suschete M. // Nutr. Cancer. - 1997. - Vol. 29. - P. 60-68.

9. Augusti P.R., Conterato G.M., Somacal S. et al. // J. Cardiovasc. Pharmacol. Ther. - 2009. - Vol. 14. - P. 314-322.

10. Aust O., Stahl W., Sies H. et al. // Int. J. Vitam. Nutr. Res. - 2005. - Vol. 75. - P. 54-60.

11. Beck J., Ferrucci L., Sun K. et al. // Nutrition. - 2008. - Vol. 24. - P. 964-968.

12. Ben-Dor A., Steiner M., Gheber L. et al. // Mol. Cancer Ther. - 2005. - Vol. 4. - P. 177-186.

13. Bendich A . // J. Nutr. - 1989. - Vol. 119. - P. 112-115.

14. Bendich A . // J. Nutr. - 2004. - Vol. 134. - P. 225S-230S.

15. Bendich A., Shapiro S.S. // J. Nutr. - 1986. - Vol. 116. - P. 2254-2262.

16. Bennedsen M., Wang X., Willen R. et al. // Immunol. Lett. - 1999. - Vol. 70. - P. 185-189.

17. Bernstein P.S., Delori F.C., Richer S. et al. // Vision Res. - 2010. - Vol. 50. - P. 716-728.

18. Bhuvaneswari V., Abraham S.K., Nagini S. // Nutrition. - 2005. - Vol. 21. - P. 726-731.

19. Bhuvaneswari V., Nagini S. // Curr. Med. Chem. - 2005. - Vol. 5. - P. 627-635.

20. Bhuvaneswari V., Valmurugan B., Nagini S. // J. Exp. Clin. Cancer Res. - 2004. - Vol. 23. - P. 241-249.

21. Bowen P., Chen L., Stacewicz-Sapuntzakis M. et al. // Exp. Biol. Med. - 2002. - Vol. 227. - P. 886-913.

22. Brawn L., Rimm E.B., Seddon J.M. et al. // Am. J. Clin. Nutr. - 1999. - Vol. 70. - P. 517-524.

23. Breinholt V., Lauridsen S.T., Daneshvar B., Jacobsen J. // Cancer Lett. - 2000. - Vol. 154. - P. 201-210.

24. Buijsse B., Feskens E.J.M., Kwape L et al. // J. Nutr. - 2008. - Vol. 138. - P. 344-350.

25. Burgess L.C., Rice E., Fischer T. et al. // Toxicol. in Vitro. - 2008. - Vol. 22. - P. 1297-1300.

26. Camera E., Mastrofrancesco A., Fabbri C. et al. // Exp. Dermatol. - 2009. - Vol. 18. - P. 222-231.

27. Canene-Adams K., Lindshield B.L. et al. // Cancer Res. - 2007. - Vol. 67. - P. 836-843.

28. Carotenoids. Handbook / Eds G. Britton., S. Liaaen-Jensen, H. Pfander. - Basel: Birkhauser Verlag, 2004. - 660 p.

29. Cavusoglu K., Yalcin E. // J. Environ. Biol. - 2009. - Vol. 30. - P. 113-117.

30. Chasan-Taber L., Willett W.C., Seddon J.M. et al. // Am. J. Clin. Nutr. - 1999. - Vol. 70. - P. 509-516.

31. Cheng H.C., Chien H., Liao C.H. et al. // J. Nutr. Biochem. - 2007. - Vol. 18. - P. 667-675.

32. Chew B.P., Park J.S. // J. Nutr. - 2004. - Vol. 134. - P. 2 5 7 S - 2 61S .

33. Chew B.P., Park J.S., Wong M.W., Wong T.S. // Anticancer Res. - 1999. - Vol. 19. - P. 1849-1853.

34. Chew B.P., Wong M.W., Park J.S., Wong T.S. // Anticancer Res. - 1999. - Vol. 19. - P. 5223-5227.

35. Christen W.G., Manson J.E., Glynn R.J. et al. // Arch. Ophthalmol. - 2003. - Vol. 121. - P. 372-378.

36. Connolly E.E., Beatty S., Thurnham D.I. et al. // Curr. Eye Res. - 2010. - Vol. 35. - P. 335-351.

37. Cramer D., Kuper H., Harlow B., Titus-Ernstoff L. // Int. J. Cancer. - 2001. - Vol. 94. - P. 128-134.

38. Das S.K., Hashimoto T., Kanazawa K. // Biochim. Biophys. Acta. - 2008. - Vol. 1780. - P. 743-749.

39. Das S.K., Hashimoto T., Shimizu K. et al. // Biochem. Biophys. Acta. - 2005. - Vol. 1726. - P. 328-335.

40. Eichler O., Sies H., Stahl W. // Photochem. Photobiol. - 2002. - Vol. 75. - P. 503-508.

41. El-Habit O.H., Saada H.N., Azab K.S et al. // Mutat. Res. - 2000. - Vol. 466. - P. 179-186.

42. Erdman J.W., Ford N.A., Lindshield B.L. // Arch. Biochem. Biophys. - 2009. - Vol. 483. - P. 229-235.

43. Fassett R.G., Coombes J.S. // Future Cardiol. - 2009. - Vol. 5. - P. 333-342.

44. Fornelli F., Leone A., Verdesca I. et al. // Toxicol. in Vitro. - 2007. - Vol. 21. - P. 217-223.

45. Franceschi S., Bidoli E., La Vecchia C. et al. // Int. J. Cancer Inst. - 1994. - Vol. 59. - P. 181-184.

46. Gallicchio L., Boyd K., Matanoski G. et al. // Am. J. Clin. Nutr. - 2008. - Vol. 88. - P. 372-383.

47. Ganji V., Kafai M.R. // J. Nutr. - 2005. - Vol. 135. - P. 567-572.

48. Gaziano J.M., Hatta A., Flynn M. et al. // Atherosclerosis. - 1995. - Vol. 112. - P. 187-195.

49. Giovannucci E. // Exp. Biol. Med. (Maywood). - 2002. - Vol. 227. - P. 852-859.

50. Gonzalez C.A., Lopez-Carrillo L. // Scand. J. Gastroenterol. - 2010. - Vol. 45. - P. 6-14.

51. Gradelet S., Astorg P., Leclerc J. et al. // Xenobiotica. - 1996. - Vol. 26. - P. 49-63.

52. Gradelet S., Le Bon A.M., Berges R. et al. // Carcinogenesis. - 1998. - Vol. 19. - P. 403-411.

53. Gradelet S., Leclerc J., Siess M.H., Astorg P. // Xenobiotica. - 1996. - Vol. 26. - P. 909-919.

54. Heinrich U., Gдrtner C., Wiebusch M. et al. // J. Nutr. - 2003. - Vol. 133. - P. 98-101.

55. Hosokawa M., Kudo M., Maeda H. et al. // Biochim. Biophys. Acta. - 2004. - Vol. 1675. - P. 113-119.

56. Hosokawa M., Miyashita K., Nishikawa S. et al. // Arch. Biochem. Biophys. - 2010. - Vol. 504. - P. 17-25.

57. Hussein G., Nakagawa T., Goto H. et al. // Life Sci. - 2007. - Vol. 80. - P. 522-529.

58. Hwang E.S., Bowen P.E. // J. Med. Food. - 2004. - Vol. 7. - P. 284-289.

59. Ishikawa C., Tafuku S., Kadekaru T. et al. // Int. J. Cancer. - 2008. - Vol. 123. - P. 2702-2712.

60. Iwamoto T., Hosoda K., Hirano R. et al. // J. Atheroscler. Thromb. - 2000. - Vol. 7. - P. 216-222.

61. Jeon S.M., Rim H.J., Woo M.N. et al. // Biotechnol. J. - 2010. - Vol. 5. - P. 961-969.

62. Jewell C., O’Brien N.M. // Br. J. Nutr. - 1999. - Vol. 88. - P. 2 3 5 - 24 2 .

63. Jialal I., Fuller C.J. // Can. J. Cardiol. - 1995. - Vol. 11, suppl. G - P. 97G-103G.

64. Jin X.H., Ohgami K., Shiratori K. et al. // Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. - 2006. - Vol. 47. - P. 2562-2568.

65. Jyonouchi H., Sun S., Gross M. // Nutr. Cancer. - 1995. - Vol. 23. - P. 171-183.

66. Jyonouchi H., Sun S., Iijima K., Gross M.D. // Nutr. Cancer. - 2000. - Vol. 36. - P. 59-65.

67. Jyonouchi H., Zhang L., Gross M., Tomita Y. // Nutr. Cancer. - 1994. - Vol. 21. - P. 47-58.

68. Kang J.O., Kim S.J., Kim H. // Methods Find. Exp. Clin. Pharmacol. - 2001. - Vol. 23. - P. 79-84.

69. Karas M., Amir H., Fishman D. et al. // Nutr. Cancer. - 2000. - Vol. 36. - P. 101-111.

70. Kavanaugh C.J., Trumbo P.R., Ellwood K.C. // J. Natl Cancer Inst. - 2007. - Vol. 99. - P. 1074-1085.

71. Kim J.M., Araki S., Kim D.J. et al. // Carcinogenesis. - 1998. - Vol. 19. - P. 81-85.

72. Kim H.W., Chew S.P., Wong T.S. et al. // Vet. Immunol. Immunopathol. - 2000. - Vol. 74. - P. 315-327.

73. Kim K.N., Heo S.J., Kang S.M. et al. // Toxicol. in Vitro. - 2010. - Vol. 24. - P. 1648-1654.

74. Konishi I., Hosokawa M., Sashima T. et al. // Comp. Biochem. Physiol. C Toxicol. Pharmacol. - 2006. - Vol. 142. - P. 5 3 - 5 9 .

75. Kotake-Nara E., Asai A., Nagao A. // Cancer Lett. - 2005. - Vol. 220. - P. 75-84.

76. Kotake-Nara E., Kushiro M., Zhang H. et al. // J. Nutr. - 2001. - Vol. 131. - P. 3303-3306.

77. Kotake-Nara E., Terasaki M., Nagao A. // Biosci. Biotechnol. Biochem. - 2005. - Vol. 69. - P. 224-227.

78. Krishnadev N., Meleth A.D., Chew E.Y. // Curr. Opin. Ophthalmol. - 2010. - Vol. 21. - P. 184-189.

79. Levy J., Bosin E., Feldman B. et al. // Nutr. Cancer. - 1995. - Vol. 24. - P. 257-266.

80. Li B., Vachali P., Bernstein P.S. // Photochem. Photobiol. Sci. - 2010. - Vol. 9. - P. 1418-1425.

81. Li C., Ford E.S., Zhao G. et al. // Arch. Intern. Med. - 2011. - Vol. 171. - P. 507-515.

82. Lian F., Wang X.D. // Int. J. Cancer. - 2008. - Vol. 123. - P. 12 6 2 -12 6 8 .

83. Lichtenstein A.H. // J. Lipid Res. - 2009. - Vol. 50. - P. S 4 2 9 - S 4 3 3 .

84. Linnewiel K., Ernst H., Caris-Veyrat C. et al. // Free Radic. Biol. Med. - 2009. - Vol. 47. - P. 659-667.

85. Liu C.L., Huang Y.S., Hosokawa M. et al. // Chem. Biol. Interact. - 2009. - Vol. 182. - P. 165-172.

86. Livny O. Kaplan I., Reifen R. et. al. // Nutr. Cancer. - 2003. - Vol. 47. - P. 195-209.

87. Maeda H., Hosokawa M., Sashima T., Miyashita K. // J. Agric. Food Chem. - 2007. - Vol. 55. - P. 7701-7706.

88. Maraini G., Sperduto R.D., Ferris F. et al. // Ophthalmology. - 2008. - Vol. 115. - P. 599-607.

89. Martin K.R., Wu D., Meydani M. // Atherosclerosis. - 2000. - Vol. 150. - P. 265-274.

90. Michal J.J., Heirman L.R., Wong T.S. et al. // J. Dairy Sci. - 1994. - Vol. 77. - P. 1408-1421.

91. Michaud D.S., Feskanish D., Rimm E.B. et al. // Am. J. Clin. Nutr. - 2000. - Vol. 72. - P. 990-997.

92. Minami Y., Kawabata K., Kubo Y. et al. // J. Nutr. Biochem. - 2009. - Vol. 20. - P. 389-398.

93. Moeller S.M., Jacques P.F., Blumberg J.B. // J. Am. Coll. Nutr. - 2000. - Vol. 19. - P. 522S-527S

94. Nahum A., Zeller L., Danilenko M. et al. // Eur. J. Nutr. - 2006. - Vol. 45. - P. 275-282.

95. Nakazawa Y., Sashima T., Hosokawa K., Miyashita K. // J. Funct. Foods. - 2009. - Vol. 1. - P. 88-97.

96. Narisawa T., Fukaura Y., Hasebe M. et al. // Cancer Lett. - 1996. - Vol. 107. - P. 137-142.

97. Nishino H. // J. Cell. Biochem. Suppl. - 1995. - Vol. 22. - P. 231-235.

98. Nishino H., Murakoshi M., Tokuda H., Satomi Y. // Arch. Biochem. Biophys. - 2009. - Vol. 483. - P. 165-168.

99. O’Connor I., O’Brien N. // J. Dermatol. Sci. - 1998. - Vol. 16. - P. 2 2 6 - 2 3 0 .

100. Okai Y., Higashi-Okai K. // Int. J. Immunopharmacol. - 1996. - Vol. 18. - P. 753-758.

101. Okuzumi J., Takahashi T., Yamane T. et al. // Cancer Lett. - 1993. - Vol. 68. - P. 159-168.

102. Omenn G.S., Goodman G.E., Thornquist M.D. et al. // J. Natl Cancer Inst. - 1996. - Vol. 88. - P. 1550-1559.

103. Palombo P., Fabrizi G., Ruocco V. et al. // Skin Pharmacol. Physiol. - 2007. - Vol. 20. - P. 199-210.

104. Pаlozza P., Simone R., Catalano A. et al. // J. Nutr. Biochem. - 2011. - Vol. 22. 105. Park J.S., Chyun J.H., Kim Y.K. et al. // Nutr. Metab. (Lond.) - 2010. - Vol. 7. - P. 18.

106. Preuss H.G., Echard B., Yamashita E., Perricone N.V. // Int. J. Med. Sci. - 2011. - Vol. 8. - P. 126-138.

107. Rao A.V. // Exp. Biol. Med. - 2002. - Vol. 227. - P. 9 0 8 - 9 13 .

108. Reaven P.D., Khouw A., Beltz W.F. et al. // Arterioscler. Thromb. - 1993. - Vol. 13. - P. 590-600.

109. Riccioni G., D’Orazio N., Speranza L. et al. // J. Biol. Regul. Homeost. Agents. - 2010. - Vol. 24. - P. 447-452.

110. Ronco A., DeStefani E., Boffetta P. et al. // Nutr.Cancer. - 1999. - Vol. 35. - P. 111-119.

111. Salman H., Bergman M., Djaldetti M. Et al. // Biomed. Pharmacother. - 2007. - Vol. 61. - P. 366-369.

112. Setnikar I., Senin P., Rovati L.C. // Arzneimittelforschung. - 2005. - Vol. 55. - P. 312-317.

113. Sharoni Y., Danilenko M., Dubi N. et al. // Arch. Biochem. Biophys. - 2004. - Vol. 430. - P. 89-96.

114. Sharoni Y., Giron E., Rise M. et al. J. // Cancer Detect. Prev. - 1997. - Vol. 21. - P. 118-123.

115. Shiratori.K., Ohgami K., Ilieva I. et al. // Exp. Eye Res. - 2005. - Vol. 81. - P. 422-428.

116. Silaste M.L., Alfthan G., Aro A. et al. // Br. J. Nutr. - 2007. - Vol. 98. - P. 1251-1258.

117. Siler U., Herzog A., Spitzer V. et al. // J. Nutr. - 2005. - Vol. 135. - P. 2050S-2052S.

118. Sluijs I., Beulens J.W., Grobbee D.E., van der Schouw Y.T. // J. Nutr. - 2009. - Vol. 139. - P. 987-992.

119. Srinivasan M., Devipriya N., Kalpana K.B. et al. // Toxicology. - 2009. - Vol. 262. - P. 43-49. 120. Stahl W., Heinrich U., Aust O. et al. // Photochem. Photobiol. Sci. - 2006. - Vol. 5. - P. 238-242.

121. Suzuki K., Ito Y., Inoue T., Hamajima N. // Clin. Nutr. - 2011. - Vol. 30. - P. 369-375.

122. Tamimi R.M., Colditz G.A., Hankinson S.E. // Cancer Res. - 2009. - Vol. 69. - P. 9323-9329.

123. Terao J., Minami Y., Bando N. // J. Clin. Biochem. Nutr. - 2011. - Vol. 48. - P. 57-62.

124. Terasaki M., Asai A., Zhang H. et al. // Mol. Cell. Biochem. - 2007. - Vol. 300. - P. 227-237.

125. Tiniolo P., Van Kappel A.L., Akhmedkhanov A. et al. // Am. J. Epidemiol. - 2001. - Vol. 153. - P. 1142-1147.

126. Voutilainen S., Nurmi T., Mursu J. et al. // Am. J. Clin. Nutr. - 2006. - Vol. 83. - P. 1265-1271.

127. Velmurugan B., Mani A., Nagini S. // Eur. J. Cancer Prev. - 2005. - Vol. 14. - P. 387-393.

128. Wane D., Lengacher C.A. // Oncol. Nurs. Forum. - 2006. - Vol. 33. - P. 127-137.

129. Wang H., Leung L.K. // Nutrition. - 2010. - Vol. 26. - P. 118 1-118 7.

130. Wang X.D., Liu C., Bronson R.T. et al. // J. Natl Cancer Inst. - 1999. - Vol. 91. - P. 60-66.

131. Wong I.Y.H., Koo S.C.Y., Chan C.W.N. // Int. Ophtalmol. - 2011. - Vol. 31. - P. 73-82.

132. Xu X.C. // Cancer Lett. - 2007. - Vol. 253. - P. 14-24.

133. Yamamoto K., Ishikawa C., Katana H. et al. // Cancer Lett. - 2011. - Vol. 300. - P. 225-234. 134. Yoshida H., Yanai H., Ito K. et al. // Atherosclerosis. - 2010. - Vol. 209. - P. 520-523.

135. Yoshiko S., Hoyoku N. // In Vivo. - 2007. - Vol. 21. - P. 305-309.

136. Zakrewska J.M. // Evid. Based Dent. - 2005. - Vol. 6. - P. 17-18 .

137. Zeegers M.P.A., Coldbohm R.A., van den Brandt P.A. // Br. J. Cancer. - 2001. - Vol. 85. - P. 977-983.

138. Zhang H., Kotake-Nara E., Ono H. et al. // Free Radic. Biol. Med. - 2003. - Vol. 35. - P. 1653-1663.

139. Zhang Z., Zhang P., Hamada M. et al. // Oncol. Rep. - 2008. - Vol. 20. - P. 1099-1103.