Питание и его основные ингредиенты, такие как жиры и масла, являющиеся источниками энергетического и пластического материала организма, в значительной мере определяют состояние здоровья человека.
Важнейшим фактором пищевой ценности жиров, в том числе и растительных масел, является содержание в них жирных кислот семейств ω-6 и ω-3, а также их соотношение в жировом продукте. На основании результатов многочисленных исследований установлено, что жирные кислоты с большим числом атомов углерода и двойных связей являются исходным строительным материалом для клеточных мембран и для биосинтеза веществпосредников, регулирующих обменные процессы [7, 12]. Растительные масла, широко используемые в питании человека, являются основными источниками поступления в организм линоленовой кислоты С 18:2 ω-6. Источниками ω-3 кислот в питании могут быть как растительные масла (льняное масло, масла крестоцветных), так и жиры рыб и морских млекопитающих. Льняное масло - главный поставщик α-линоленовой кислоты (АЛК) С 18:3 ω-3, которая способна превращаться в полиненасыщенные жирные кислоты (ПНЖК) С 20:5 ω-3 и частично в С 22:6 ω-3. Жиры морского происхождения содержат уже готовые, не требующие метаболических превращений жирные кислоты семейства ω-3 - С 20:5, С 22:5 и С 22:6, чем объясняется их более выраженное, по сравнению с АЛК, влияние на организм [11, 14]. К растительным маслам относится и масло пальмы, которое, в отличие от традиционно потребляемых в нашей стране масел, содержит высокий уровень насыщенных жирных кислот (НЖК) - более 50% и только 9% ПНЖК. Наряду с НЖК пальмовое масло содержит более 40% олеиновой кислоты С 18:1. При этом необычным является и положение жирной кислоты в молекуле триглицеридов: от 10 до 16% НЖК в пальмовом масле расположены в sn-2-положении, что сказывается на более эффективном поглощении таких моноглицеридов в организме [9].
Данные о сравнительном влиянии различных источников жирных кислот семейства ω-3 на показатели липидного обмена в длительном эксперименте практически отсутствуют или носят противоречивый характер [18, 22]. Предметом обсуждения является также использование пальмового масла как источника НЖК в качестве средства, оказывающего гиполипидемическое действие [20].
Нами изучено влияние жирового компонента рациона на показатели липидного обмена в онтогенезе и оценено воздействие химической природы используемых жиров на обеспеченность организма животных пластическим материалом липидной природы. Представляло также интерес проанализировать в онтогенезе на фоне указанных жиров влияние коэнзима Q10 (КоQ10) - мощного антиоксиданта, воздействующего на процесс получения и аккумулирования энергии, вырабатываемой организмом в ходе химического расщепления пищи, на состояние показателей липидного обмена в печени экспериментальных животных.
Таблица 1. Состав жирных кислот жирового компонента рационов, %
Материал и методы
В экспериментальных исследованиях использовали растущих белых крыс - самцов Вистар с исходной массой тела 90-110 г. В течение всего эксперимента животные находились на полусинтетическом рационе, в состав которого входили казеин (источник белка - 23% по калорийности), крахмал маисовый (источник углеводов - 52%, жировой компонент в зависимости от группы - 23% по калорийности), а также смесь минеральных солей, и отруби пшеничные (в качестве пищевых волокон). В зависимости от вида примененного в рационе жира было сформировано 5 групп по 7 животных в каждой. В контрольной группе источником жира были лярд и подсолнечное масло (в соотношении 1:1), в 1-й опытной группе - лярд и подсолнечное масло + Q10, во 2-й опытной - пальмовое масло + Q10, в 3-й опытной - рыбий жир + Q10, в 4-й опытной - льняное масло + Q10. Животные всех групп получали в физиологических нормах водорастворимые (в составе сухих пивных дрожжей) и жирорастворимые витамины А, D и Е (в составе подсолнечного масла, добавляемого в рацион каждого животного). КоQ10 вводили в рацион из расчета 100 мг на 1 кг массы тела животных. Состав жирных кислот жирового компонента рационов представлен в табл. 1. Кормление крыс осуществлялось по принципу "вволю" со свободным доступом животных к воде. Всех крыс ежедневно осматривали, учитывали поедаемость корма, 1 раз в месяц определяли массу тела.
Продолжительность содержания животных на используемых нами рационах составила 1, 3, 6 и 12 мес. По истечении отмеченных сроков нахождения животных на указанных рационах их после легкого эфирного наркоза (в соответствии с требованиями Европейской конвенции по защите экспериментальных животных 86/609 ЕЕС10) умерщвляли путем декапитации и подвергали патолого-анатомическому вскрытию. На вскрытии извлекали печень, определяли ее абсолютную и относительную (в % от массы тела) массу; в дальнейшем проводили биохимические исследования ткани органа. Общепринятыми методами определяли содержание в печени общих липидов, холестерина [1, 3, 5]. С помощью метода газожидкостной хроматографии (ГЖХ) на хроматографе "Carloerba strumentazione" HRGC 5300 с использованием фазы DB-23 (фирма "Agilent Technologies", США) и программно-аппаратного комплекса для сбора и обработки хроматографических данных "МультиХром for Windows" версия 1.5х (ЗАО "Амперсенд") изучали состав жирных кислот печени [13]. При этом на основании анализа состава жирных кислот вычисляли коэффициент эффективности метаболизации жирных кислот (КЭМ) [4]. Содержание КоQ10 определяли хроматографическим методом с использованием высокоэффективной жидкостной хроматографии (ВЭЖХ) системы "Agilent 1100" со спектрометрическим детектором, на аналитической колонке Luna C18 1504,6 (Phenomenex, США) в изократическом режиме элюирования (подвижная фаза - изопропиловый спирт:ацетонитрил - 3:2; скорость потока - 1 мл/мин) [6].
Для выявления статистической значимости различий непрерывных величин использовали непараметрический U-критерий Манна-Уитни для независимых переменных. Значимость различия долей оценивали с помощью t-критерия Стьюдента. Различия между анализируемыми показателями считали достоверными при р<0,05.
Результаты и обсуждение
В указанные выше сроки эксперимента не обнаружено каких-либо существенных различий между группами крыс в характере их поведения и количестве поедаемого корма. Масса тела крыс опытных групп в течение всего периода исследования практически не отличалась от таковой в контрольной группы.
Через 3 мес содержания растущих животных на указанных выше рационах абсолютная и относительная масса печени крыс всех групп была одинаковой, т.е. такой же, как у крыс контрольной группы (табл. 2). В то же время содержание общих липидов в печени крыс, получавших льняное масло и рыбий жир (соответственно 3-я и 4-я опытные группы), было достоверно выше, чем у животных контрольной группы. При этом интересно отметить, что потребление пальмового масла (2-я опытная группа) в течение 3 мес не привело к увеличению содержания холестерина (ХС) в печени и даже было несколько ниже, чем в контроле. Рацион с рыбьим жиром достоверно увеличивал содержание ХС в органе, а у крыс, получавших рацион с льняным маслом, наблюдалась тенденция к повышению уровня ХС в печени.
Таблица 2. Масса печени, содержание общих липидов и холестерина в органе в зависимости от вида жира в рационе и срока эксперимента
Таблица 3. Состав основных жирных кислот липидов печени крыс (n=7 в каждой группе) на рационах с различным жировым компонентом, срок опыта 12 мес, %
Через 12 мес эксперимента у животных всех групп наблюдалось статистически недостоверное увеличение массы печени (см. табл. 2) по сравнению с 3-месячным сроком нахождения животных на используемых нами рационах. Уровень общих липидов в печени животных всех опытных групп был повышен в среднем на 5,9% по сравнению с контролем. Причем у животных, получавших рацион с пальмовым маслом, содержание общих липидов в печени было повышено на 7,05%, у крыс, находившихся на рационах с рыбьим жиром, - на 7,11% и с льняным маслом - на 6,98%. Однако достоверных различий между опытными группами не отмечалось. Содержание ХС в печени животных, получавших в течение 12 мес рацион с ПНЖК семейства ω-3, заметно увеличивалось. В большей степени это происходило у животных, получавших рацион с рыбьим жиром (р<0,05), чем у содержавшихся на рационе с льняным маслом. Полученные результаты согласуются с данными литературы [19] и подтверждают, что жирные кислоты семейства ω-3 морского происхождения активнее влияют на содержание ХС в печени, чем те же кислоты растительного происхождения (льняное масло).
Состав жирных кислот печени при сроке 12 мес эксперимента (табл. 3) отражает обеспеченность организма животных пластическим материалом (жирными кислотами семейств ω-6 и ω-3), которые, как известно, являются предшественниками эйкозаноидов, участвующих в различных метаболических процессах в организме.
Таким образом, результаты проведенных нами исследований показывают, что состав жирных кислот печени находится в тесной зависимости от жирового компонента рациона. При содержании крыс на рационе с включением пальмового масла отмечено самое низкое содержание ПНЖК семейства ω-6, ее недостаток компенсировался повышением уровня жирной кислоты 18:1 семейства ω-9. В то же время уровень ПНЖК семейства ω-3 был близок к уровню в контрольной группе. То же выявляется в отношении соотношения жирных кислот семейств ω-6 и ω-3. Все это свидетельствует о том, что в случае длительного потребления пальмового масла с высоким содержанием НЖК обеспеченность организма незаменимыми факторами питания вполне достаточная. Можно предположить, что рацион животных с высоким содержанием НЖК способствует компенсаторному синтезу de novo полиеновых кислот (олеиновой, дигомогаммалиноленовой, арахидоновой, жирных кислот семейства ω-3), что, по мнению ряда авторов [17], связано с активацией экспрессии генов, ответственных за синтез ферментов десатураз и элонгаз.
На рационе с рыбьим жиром в случае длительного (в течение 12 мес) его использования в печени животных значительно возрастает доля жирных кислот семейства ω-3. Однако уровень кислот семейства ω-6 остается сравнительно высоким, что свидетельствует об адаптации организма и включении компенсаторных механизмов, поддерживающих необходимый уровень ПНЖК семейства ω-6. В более ранних исследованиях, проводившихся нами в течение 1-3 мес [2] и посвященных выяснению влияния рыбьего жира, в печени растущих крыс наблюдалось резкое снижение содержания ПНЖК семейства ω-6 и возрастание ПНЖК семейства ω-3.
У животных, находящихся длительное время на рационе с льняным маслом, в еще большей степени, чем у получавших рыбий жир, возрастала доля ПНЖК семейства ω-3, в основном за счет α-линоленовой кислоты С 18:3 семейства ω-3 (АЛК). Последняя, по мнению некоторых авторов [21], в меньшей степени подвергается метаболическим превращениям, чем присутствующая в рыбьем жире кислота С 20:5.
Таблица 4. Основные характеристики жирнокислотного состава печени крыс, величина показателя КЭМ и содержание КоQ10 в зависимости от срока пребывания животных на рационах с различным жировым компонентом
В проведенных нами исследованиях установлено, что АЛК льняного масла способна превращаться в длинноцепочечные метаболиты С 20:5 и С 22:6 семейства ω-3, причем образование этих метаболических продуктов лишь незначительно ниже, чем при использовании рациона, содержащего рыбий жир. Это дополняет имеющиеся в литературе данные о весьма ограниченной способности АЛК преобразовываться в длинноцепочечные метаболиты [8, 16]. Известно [15], что АЛК очень быстро подвергается превращениям в организме и даже в случае ее направленного потребления обнаруживается в органах и тканях лишь в незначительных количествах. В наших исследованиях содержание АЛК в липидах печени увеличивалось в зависимости от срока пребывания животных на рационе с льняным маслом и к 12 мес эксперимента составляло более 9%.
Основные характеристики жирнокислотного состава печени крыс в зависимости от срока пребывания на рационах с различным жировым компонентом представлены в табл. 4 и 5. Эффективность метаболических процессов, происходящих в организме, оценивалась с использованием показателя КЭМ, отражающего обеспеченность организма жирными кислотами для пластических целей и характеризующего важную функцию пищевого жира [4].
Рассматривая значения показателя КЭМ (см. табл. 4) в зависимости от длительности проводимого нами эксперимента, следует отметить, что наивысшие его значения были обнаружены в период активного развития животных (3 мес), причем у крыс этого возраста, содержавшихся на рационе с пальмовым маслом, величина КЭМ достигала 6,08. Очевидно, необычное строение триглицеридов (от 10 до 16% НЖК в пальмовом масле расположены в sn-2-положении), позволяют им в виде моноглицеридов поглощаться в организме более эффективно и оказывать при этом более выраженное влияние на активность метаболических процессов. Величина КЭМ у животных, получавших рационы с рыбьим жиром и льняным маслом, ниже, чем у животных других групп. Это, очевидно, объясняется преобладанием метаболических процессов по линии жирных кислот семейства ω-3, причем эта величина остается стабильной на протяжении всего периода исследования.
Анализ содержания КоQ10 в печени животных выявил зависимость этого показателя как от вида жира в рационе, так и от времени пребывания крыс на нем. Так, у месячных животных содержание КоQ10 в печени было максимальным, причем наибольшие значения обнаружены у крыс контрольной и 1-й опытной групп. Следует отметить, что самой высокой величина КоQ10 была у крыс, получавших рацион с пальмовым маслом - 56,02 мкг/мл; у животных, содержавшихся на рационе с рыбьим жиром, она равнялась 48,7 мкг/мл, а в контрольной группы и у получавших льняное масло (4-я опытная группа) - соответственно в пределах 53,9 и 37,4 мкг/мл. В возрасте 3 мес, в период наиболее активного роста животных, у крыс всех групп отмечен самый низкий уровень КоQ10, что, очевидно, объясняется большей его активностью и востребованностью в данном возрасте как источника энергии и антиоксиданта в метаболических процессах. Можно предположить, что увеличение содержания в печени КоQ10, наблюдающееся через 12 мес эксперимента у животных опытных групп (по сравнению с контролем), связано с дефицитом в рационе ПНЖК (пальмовое масло) или пониженным содержанием в рационе ПНЖК семейства ω-6 (рыбий жир, льняное масло). В связи с этим, очевидно, в организме возникает необходимость накопления повышенного количества КоQ10. Наличие стабильных величин КЭМ у животных опытных группах также можно объяснить влиянием КоQ10.
Результаты проведенных нами исследований свидетельствуют о выраженном влиянии жирового компонента рациона на показатели липидного обмена в печени лабораторных животных в онтогенезе. Получены новые данные, подтверждающие способность пальмового масла эффективно метаболизироваться в организме. Потребление пальмового масла в течение 3 мес не вызывает повышения уровня ХС в печени и практически не влияет на содержание общих липидов в ней. Соотношение ПНЖК семейств ω-6/ω-3 и величина показателя КЭМ свидетельствуют о достаточной обеспеченности организма незаменимым фактором питания и в случае длительного (12 мес) потребления рациона с пальмовым маслом. Одновременно проведенные исследования показали, что АЛК льняного масла способна преобразовываться до длинноцепочечных жирных кислот С 20:5 и С 22:6 семейства ω-3, причем содержание этих продуктов метаболизма лишь незначительно ниже, чем у животных, находившихся на рационе с рыбьим жиром. АЛК при ее длительном потреблении способна накапливаться в печени и, очевидно, может использоваться в случае возникновения в организме дефицита ПНЖК семейства ω-3. Это подтверждает, что льняное масло может заменять источники рыбьего жира (которые по органолептическим свойствам не всегда можно использовать) в качестве полноценного источника жирных кислот семейства ω-3. На основании полученных результатов, можно предположить, что включение в рацион животных КоQ10 способствует поддержанию стабильного состояния печени, обеспечивая организм необходимым количеством жирных кислот, участвующих в пластических процессах.
Литература
1. Кейтс М. Техника липидологии. - М.: Мир, 1975. - 163 с.
2. Кулакова С.Н. // Масложир. пром-сть. - 2011. - № 1. - С. 14-18.
3. Лившиц В.М., Сидельникова В.И. Биохимические анализы в клинике. - М.: МИА, 2001. - 85 с.
4. Покровский А.А., Левачев М.М., Гаппаров М.М. // Вопр. питания. - 1973. - № 4. - С. 3-11.
5. Руководство по методам контроля качества и безопасности биологически активных добавок к пище (Р.4.1. 1672-03). - М.: Федеральный центр, 2003. - 93 с.
6. Шаранова Н.Э., Батурина В.А., Васильев А.В. и др. // Бюл. экспер. биол. - 2010. - Т. 151, № 6. - С. 18-20.
7. Burr M.L., Fehily A.M. et al. // Lancet. - 1989. - N 2. - Р. 7 5 7-7 6 2 .
8. Cohen S.L., Moore A.M., Ward W.E. // J. Nutr. Biochem. - 2005. - Vol. 16, N 6. - P 368-374.
9. Emken E.A., Adlof R.O. et al. // Lipids. - 1999. - Vol. 34. - P. 785-791.
10. European Convention for the Protection of Vertebrate Animals used for experimental and other scientific purposes. - Strasburg: Council of Europe, 1986. - 51 p.
11. Gerster H. // Int. J. Vitam. Nutr. Res. - 1998. - Vol. 68. - P. 15 9 -16 3 .
12. Hu F.B., Bronner L.L. et al. // JAMA. - 2002. - Vol. 287. - P. 18 15 -18 2 1.
13. IUPAC 2.301, 2.302 Standart methods for the analysis of oils fats and derivates. - London: Pergamon Press, 1979. - P. 9 6 -10 3 .
14. Lemaitre R.N., King I.B. et al. // Am. J. Clin. Nutr. - 2003. - Vol. 77. - P. 319-321.
15. Мantziorise E., James M.J., Gibson R.A. et al. // Am. J. Clin. Nutr. - 1994. - Vol. 59, N 6. - P. 1304-1307.
16. Muskiet F.A.J., Fokkema M.R. et al. // Am. Soc. Nutr. Sci. J. Nutr. - 2004. - Vol. 134. - P. 183-186.
17. Oosterveer M.H., van Dijk T.H., Tietge U.J. et al. // PLoS One. - 2009. - Vol. 4, N 6. - P. 26-29.
18. Rathayake W.M., Sarwaz G., Laffey P. // Br. J. Nutr. - 1997. - Vol. 78. - P. 459-462.
19. Riedigar N.D. // Eur. J. Nutr. - 2008. - Vol. 47, N 3. - P. 15 3 -16 0 .
20. Ristic-Medic D., Ristic G., Tepsic V. // Med. Pregl. - 2003. - Vol. 56, N 1. - P. 19-25.
21. Sekine S.,Sasanuki S. et al. // J. Oleo Sci. - 2007. - Vol. 56, N 7. - P. 341-345.
22. Sugano M., Ikeda I. // Curr. Opin. Lipidol. - 1996. - N 7. - P. 38-41.