Dietary fiber as modulators of gastrointestinal hormonal peptide secretion

• Eleonora A. Efimtseva
• Tamara I. Chelpanova

Abstract

The review provides information on the effect of dietary fibers on the production of key gastrointestinal hormonal peptides that affect eating behavior and the formation of feelings of hunger and satiety. The mechanisms of action of dietary fiber on the production of appetite-regulating peptides are discussed. Modulation of gastrointestinal hormonal peptide secretion by dietary fibers is involved in the regulation of the balance of energy, appetite, and body weight.

The aim of the research was to expand the understanding about the effects of dietary fiber on the secretion of major gastrointestinal hormonal peptides involved in appetite control, the formation of feelings of hunger, satiety and satiation.

Results. Gastrointestinal hormones, as physiological regulators of food intake, play an essential role in the formation of feelings of hunger, satiety and satiation, helping to reduce appetite and maintain normal body weight. Various dietary fibers, depending on the physic-chemical properties, the amount and duration of the consumption period, can have a modulating effect on the secretion of the hunger hormone ghrelin and the hormones of satiety: leptin and intestinal peptides (glucagon-like peptide-1, cholecystokinin and YY peptide).

Keywords:dietary fiber, gastrointestinal hormonal peptides, secretion, satiety, satiation, hunger, appetite, weight

Литература/References

1. Barber T.M., Kabisch S., Pfeiffer A.F.H., Weickert M.O. The health benefits of dietary fibre. Nutrients. 2020; 12 (10): 3209. DOI: https://doi.org/10.3390/nu12103209 URL: www.mdpi.com/journal/nutrients

2. De Graaf C., Blom W.A.M., Smeets P.A.M., Stafleu A., Hendriks H.F.J. Biomarkers of satiation and satiety. Am J Clin Nutr. 2004; 79 (6): 946–61. DOI: https://doi.org/10.1093/ajcn/79.6.946

3. Benelam B. Satiation, satiety and their effects on eating behavior. Nutr Bull. 2009; 34 (2): 126–73. DOI: https://doi.org/10.1111/j.1467-3010.2009.01777.x

4. Abdalla M.M.I. Central and peripheral control of food intake. Endocr Regul. 2017; 51 (1): 52–70. DOI: https://doi.org/10.1515/enr-2017-0006

5. Prinz P., Stengel A. Control of food intake by gastrointestinal peptides: mechanisms of action and possible modulation in the treatment of obesity. J Neurogastroenterol Motil. 2017; 23 (2): 180–96. DOI: https://doi.org/10.5056/jnm16194

6. Gribble F.M., Reiman F. Function and mechanisms of enteroendocrine cells and gut hormones in metabolism. Nat Rev Endocrinol. 2019; 15 (4): 226–37. DOI: https://doi.org/10.1038/s41574-019-0168-8

7. Müller T.D., Nogueiras R., Andermann M.L., et al. Ghrelin. Mol Metab. 2015; 4: 437–60.

8. Fernandez G., Cabral A., Cornejo M.P., Francesco P.N., Garsia-Romero G., Reynaldo M., et al. Des-acyl ghrelin directly targets the arcuate nucleus in a ghrelin receptor independent manner and impairs the orexigenic effect of ghrelin. J Neuroendocrinol. 2016; 28 (2): 12349. DOI: https://doi.org/10.1111/jne.12349

9. Schaeffer M., Langlet F., Lafont C., et al. Rapid sensing of circulating ghrelin by hypothalamic appetite-modifying neurons. Proc Natl Acad Sci USA. 2013; 110 (4): 1512–17. DOI: https://doi.org/10.1073/pnas.1212137110

10. Cummings D.E. Ghrelin and the short- and long-term regulation of appetite and body weight. Physiol Behav. 2006; 89 (1): 71–84. DOI: https://doi.org/10.1016/j.physbeh.2006.05.022

11. Mihalache L., Gherasim A., Niţă O., Unqureanu M.C., Padureanu S.S., Gavril R.S., et al. Effects of ghrelin in energy balance and body weight homeostasis. Hormones (Athens, Greece). 2016; 15 (2): 186–96. DOI: https://doi.org/10.14310/horm.2002.1672

12. Park H.K., Ahima R.S. Physiology of leptin: energy homeostasis, neuroendocrine function and metabolism. Metabolism. 2015; 64 (1): 24–34. DOI: https://doi.org/10.1016/j.metabol.2014.08.004

13. Zhou Y., Rui L. Leptin signaling and leptin resistance. Front Med. 2013; 7 (2): 207–22. DOI: https://doi.org/10.1007/s11684-013-0263-5

14. Ronveaux C.C., Tome D., Rabould H.E. Glucagon-like peptide 1 interacts with ghrelin and leptin to regulate glucose metabolism and food intake through vagal afferent neuron signaling. J Nutr. 2015; 145 (4): 672–80. DOI: https://doi.org/10.3945/jn.114.206029

15. Parker H.E., Gribble F.M., Reiman F. The role of gut endocrine cells in control of metabolism and appetite. Exp Physiol. 2014; 99 (9): 1116–20. DOI: https://doi.org/10.1113/expphysiol.2014.079764

16. Gribble F.M., Reimann F. Enteroendocrine cells: chemosensors in the intestinal epithelium. Annu Rev Physiol. 2016; 78: 277–99. DOI: https://doi.org/10.1146/annurev-physiol-021115-105439

17. Dockray G.J. Enteroendocrine cell signalling via the vagus nerve. Curr Opin Pharmacol. 2013; 13 (6): 954–8. DOI: https://doi.org/10.1016/j.coph.2013.09.007

18. Ye L., Liddle R.A. Gastrointestinal hormones and the gut connectome. Curr Opin Endocrinol Diabetes Obes. 2017; 24 (1): 9–14. DOI: https://doi.org/10.1097/MED.0000000000000299

19. Li J., An R., Zhang Y., Li X., Wang S. Correlations of macronutrient-induced functional magnetic resonance imaging signal changes in human brain and gut hormone responses. Am J Clin Nutr. 2012; 96 (2): 275–82. DOI: https://doi.org/10.3945/ajcn.112.037440

20. Dockrey G.J. Cholecystokinin. Curr Opin Endocrinol Diabetes Obes. 2012; 19 (1): 8–12. DOI: https://doi.org/10.1097/MED.0b013e32834eb77d

21. Overduin J., Gibbs J., Cummings D.E., Reeve J.R. Jr. CCK-58 elicits both satiety and satiation in rats while CCK-8 elicits only satiation. Peptides. 2014; 54: 71–80. DOI: https://doi.org/10.1016/j.peptides.2014.01.008

22. Sensfuss U., Kruse T., Skyggebjerg R.B., Uldam H.K., Vestergaard B., Huus K., et al. Structure-activity relationships and characterization of highly selective, long-acting, peptide-based cholecystokinin 1 receptor agonists. J Med Chem. 2019; 62 (3): 1407–19. DOI: https://doi.org/10.1021/acs.jmedchem.8b01558

23. Batterham R.L., Ffytche D.H., Rosenthal J.M., Zelaya F.O., Barker G.J., Withers D.J., et al. PYY modulation of cortical and hypothalamic brain areas predicts feeding behaviour in humans. Nature. 2007; 450 (7166): 106–9. DOI: https://doi.org/10.1038/nature06212

24. Wu Y., He H., Cheng Z., Bai Y., Ma X. The role of neuropeptide Y and peptide YY in the development of obesity via gut-brain axis. Curr Protein Pept Sci. 2019; 20 (7): 750–8. DOI: https://doi.org/10.2174/1389203720666190125105401

25. Kjaergaard M., Salinas С.B.G., Rehfeld J.F., Secher A., Raun K., Wulf B.S. PYY (3-36) and exendin-4 reduce food intake and activate neuronal circuit in a synergistic manner in mice. Neuropeptides. 2019; 73: 89–95. DOI: https://doi.org/10.1016/j.npep.2018.11.004

26. Smith N.R., Hackett T.A., Galli A., Flynn C.R. GLP-1: molecular mechanisms and outcomes of a complex signaling system. Neurochem Int. 2019; 128: 94–105. DOI: https://doi.org/10.1016/j.neuint.2019.04.010

27. Näslund E., Hellström P.M. Appetite signaling: From gut peptides and enteric nerves to brain. Physiol Behav. 2007; 92 (1–2): 256–62. DOI: https://doi.org/10.1016/j.physbeh.2007.05.017

28. Tolhurst G., Heffron H., Lam Y.S., Parker H.E., Habib A.M., Diakogiannaki E., et al. Short-chain fatty acids stimulate glucagon-like peptide-1 secretion via the G-protein-coupled receptor FFAR2. Diabetes. 2012; 61 (2): 364–71. DOI: https://doi.org/10.2337/db11-1019

29. Astrup A., Rössner S., Van Gaal L., Rissanen A., Niskanen L., Al Hakim M., et al. Effects of liraglutide in the treatment of obesity: a randomised, double-blind, placebo-controlled study. Lancet. 2009; 374 (9701): 1606–16. DOI: https://doi.org/10.1016/S0140-6736(09)61375-1

30. De Silva A., Salem V., Long C.J., Makwana A., Newbould R.D., Rabiner E.A., et al. The gut hormones PYY3-36 and GLP-17–36 amide reduce food intake and modulate brain activity in appetite centers in humans. Cell Metab. 2011; 14 (5): 700–6. DOI: https://doi.org/10.1016/j.cmet.2011.09.010

31. Codex Alimentarius Commission. Thirty Second Session. Rome, 29 June – 4 July 2009.

32. Capuano E. The behavior of dietary fiber in gastrointestinal tract determines its physiological effect. Crit Rev Food Sci Nutr. 2017; 57 (16): 3543–64. DOI: https://doi.org/10.1080/10408398.2016.1180501

33. Wanders A.J., Jonathan M.C., van den Borne J.J.G.C., Mars M., Schols H.A., Feskens E.J.M., et al. The effects of bulking viscous and gel-forming dietary fibres on satiation. Br J Nutr. 2013; 109 (7): 1330–7. DOI: https://doi.org/10.1017/S0007114512003145

34. De Graaf C. Texture and satiation: the role of oro-sensory exposure time. Physiol Behav. 2012; 107 (4): 496–501. DOI: https://doi.org/10.1016/j.physbeh.2012.05.008

35. Flood-Obbagy J.E., Rolls B.J. The effect of fruit in different forms on energy intake and satiety at a meal. Appetite. 2009; 52 (2): 416–22. DOI: https://doi.org/10.1016/j.appet.2008.12.001

36. Alexander C., Swanson K.S., Fahey G.C., Garleb K.A. Perspective: physiologic importance of short-chain fatty acids from nondigestible carbohydrate fermentation. Adv Nutr. 2019; 10 (4): 576–89. DOI: https://doi.org/10.1093/advances/nmz004

37. Lopez-Cepero A.A., Palacios C. Association of the intestinal microbiota and obesity. PR Health Sci J. 2015; 34 (2): 60–4.

38. Bäckhed F., Manchester J.K., Semenkovich C.F., Gordon J.I. Mechanisms underlying the resistance to diet-induced obesity in germ-free mice. Proc Natl Acad Sci USA. 2007; 104 (3): 979–84. DOI: https://doi.org/10.1073/pnas.0605374104

39. DenBesten G., van Eunen K., Groen A.K., Venema K., Reijngoud D.-J., Bakker B.M. The role of short-chain fatty acids in the interplay between diet, gut microbiota, and host energy metabolism. J Lipid Res. 2013; 54 (9): 2325–40. DOI: https://doi.org/10.1194/jlr.R036012

40. Koh A., De Vadder F., Kovatcheva-Datchary P., Bäckhed F. From dietary fiber to host physiology: short-chain fatty acids as key bacterial metabolites. Cell. 2016; 165 (6): 1332–45. DOI: https://doi.org/10.1016/j.cell.2016.05.041

41. Nohr M.K., Pedersen M.H., Gille A., Egerod K.L., Engelstoft M.S., Husted A.S., et al. GPR41/FFAR3 and GPR43/FFAR2 as cosensors for short-chain fatty acids in enteroendocrine cells vs FFAR3 in enteric neurons and FFAR2 in enteric leukocytes. Endocrinology. 2013; 154 (10): 3552–64. DOI: https://doi.org/10.1210/en.2013-1142

42. Larraufie P., Martin-Gallausiaux C., Lapaque N., Dore J., Gribble F.M., Reimann F., Blottiere H.M. SCFAs strongly stimulate PYY production in human enteroendocrine cells. Sci Rep. 2018; 8 (1): 74. DOI: https://doi.org/10.1038/s41598-017-18259-0

43. Habib A.M., Richards P., Rogers G.J., Reimann F., Gribble F.M. Co-localisation and secretion of glucagon-like peptide 1 and peptide YY from primary cultured human L cells. Diabetologia. 2013; 56 (6): 1413–16. DOI: https://doi.org/10.1007/s00125-013-2887-z

44. Bauer P.V., Hamr S.C., Duca F.A. Regulation of energy balance by a gut–brain axis and involvement of the gut microbiota. Cell Mol Life Sci. 2016; 73 (4): 737–55. DOI: https://doi.org/10.1007/s00018-015-2083-z

45. Chambers E.S., Viardot A., Psichas A. Morrison D.J., Murphy K.G., Zac-Varghese S.E.R., et al. Effects of targeted delivery of propionate to the human colon on appetite regulation, body weight maintenance and adiposity in overweight adults. Gut. 2015; 64 (11): 1744–54. DOI: https://doi.org/10.1136/gutjnl-2014-307913

46. Frost G., Sleeth M.L., Sahuri-Arisoylu M. Lizarbe B., Cerdan S., Brody L., et al. The short-chain fatty acid acetate reduces appetite via a central homeostatic mechanism. Nat Commun. 2014; 5: 3611. DOI: https://doi.org/10.1038/ncomms4611

47. Beck E.J., Tapsell L.C., Batterham M.J., Tosh S.M., Huang X.-F. Increases in peptide Y-Y levels following oat beta-glucan ingestion are dose-dependent in overweight adults. Nutr Res. 2009; 29 (10): 705–9. DOI: https://doi.org/10.1016/j.nutres.2009.09.012

48. Beck E.J., Tosh S.M., Batterham M.J., Tapsell L.C., Huang X.-F. Oat β-glucan increases postprandial cholecystokinin levels, decreases insulin response and extends subjective satiety in overweight subjects. Mol Nutr Food Res. 2009; 53 (10): 1343–51. DOI: https://doi.org/10.1002/mnfr.200800343

49. Miyamoto J., Watanabe K., Taira S., Kasubuchi M., Li X., Irie J., et al. Barley β-glucan improves metabolic condition via short-chain fatty acids produced by gut microbial fermentation in high fat diet fed mice. PLoS One. 2018; 13 (4): e0196579. DOI: https://doi.org/10.1371/journal.pone.0196579

50. Huang X-F., Yu Y., Beck E.J., South T., Li Y., Batterham M.J., et al. Diet high in oat β-glucan activates the gut-hypothalamic (PYY3–36-NPY) axis and increases satiety in diet-induced obesity in mice. Mol Nutr Food Res. 2011; 55 (7): 1118–21. DOI: https://doi.org/10.1002/mnfr.201100095

51. Karhunen L.J., Juvonen K.R., Huotari A., Purhonen A.K., Herzig K.H. Effect of protein, fat, carbohydrate and fibre on gastrointestinal peptide release in humans. Regul Pept. 2008; 149 (1–3): 70–8. DOI: https://doi.org/10.1016/j.regpep.2007.10.008

52. Vitaglione P., Lumaga R.B., Stanzione A., Scalfi L., Fogliano V. beta-Glucan-enriched bread reduces energy intake and modifies plasma ghrelin and peptide YY concentrations in the short term. Appetite. 2009; 53 (3): 338–44. DOI: https://doi.org/10.1016/j.appet.2009.07.013

53. Lumaga R.B., Azzali D., Fogliano V., Scalfi L., Vitaglione P. Sugar and dietary fibre composition influence, by different hormonal response, the satiating capacity of a fruit-based and a β-glucan-enriched beverage. Food Funct. 2012; 3 (1): 67–75. DOI: https://doi.org/10.1039/c1fo10065c

54. Delzenne N.M., Cani P.D., Neyrinck A.M. Modulation of glucagon-like peptide 1 and energy metabolism by inulin and oligofructose: experimental data. J Nutr. 2007; 137 (suppl 11): 2547S–51S. DOI: https://doi.org/10.1093/jn/137.11.2547S

55. Brooks L., Viardot A., Tsakmaki A., Stolarczyk E., Howard J.K., Cani P.D., et al. Fermentable carbohydrate stimulates FFAR2-dependent colonic PYY cell expansion to increase satiety. Mol Metab. 2017; 6 (1): 48–60. DOI: https://doi.org/10.1016/j.molmet.2016.10.011

56. Nilsson U., Nyman M. Short-chain fatty acid formation in the hindgut of rats fed oligosaccharides varying in monomeric composition, degree of polymerization and solubility. Br J Nutr. 2005; 94 (5): 705–13. DOI: https://doi.org/10.1079/bjn20051531

57. Cani P.D., Hoste S., Guiot Y., Delzenne N.M. Dietary non-digestible carbohydrates promote L-cell differentiation in the proximal colon of rats. Br J Nutr. 2007; 98 (1): 32–7. DOI: https://doi.org/10.1017/S0007114507691648

58. Cani P.D., Dewever C., Delzenne N.M. Inulin-type fructans modulate gastrointestinal peptides involved in appetite regulation (glucagon-like peptide-1 and ghrelin) in rats. Br J Nutr. 2004; 92 (3): 521–6.

59. Adam C.L., Williams P.A., Dalby M.J., Garden K., Thomson L.M., Richardson A.J., et al. Different types of soluble fermentable dietary decrease food intake, body weight gain and adiposity in young adult male rats. Nutr Metab. 2014; 11: 36. DOI: https://doi.org/10.1186/1743-7075-11-36

60. Belobrajdic D.P., Jenkins C.L.D., Christophersen C.T., Bird A.R. Cereal fructan extracts alter intestinal fermentation to reduce adiposity and increase mineral retention compared to oligofructose. Eur J Nutr. 2019; 58 (7): 2811–21. DOI: https://doi.org/10.1007/s00394-018-1830-y

61. Verhoef S.P.M, Meyer D., Westerterp K.R. Effects of oligofructose on appetite profile, glucagon-like peptide 1 and peptide YY3-36 concentrations and energy intake. Br J Nutr. 2011; 106 (11): 1757–62. DOI: https://doi.org/10.1017/S0007114511002194

62. Parnell J.A., Reimer R.A. Weight loss during oligofructose supplementation is associated with decreased ghrelin and increased peptide YY in overweight and obese adults. Am J Clin Nutr. 2009; 89 (6): 1751–59. DOI: https://doi.org/10.3945/ajcn.2009.27465

63. Daud N.M., Ismail N.A., Thomas E.L., Fitzpatrick J.A., Bell J.D., Swann J.R., et al. The impact of oligofructose on stimulation of gut hormones, appetite regulation and adiposity. Obesity (Silver Spring). 2014; 22 (6): 1430–8. DOI: https://doi.org/10.1002/oby.20754

64. Pedersen C., Lefevre S., Peters V., Patterson M., Ghatei M.A., Morgan L.M., et al. Gut hormone release and appetite regulation in healthy non-obese participants following oligofructose intake. A dose-escalation study. Appetite. 2013; 66: 44–53. DOI: https://doi.org/10.1016/j.appet.2013.02.017

65. Savastano D.M., Hodge R.J., Nunez D.J., Walker A., Kapikian R. Effect of two dietary fibers on satiety and glycemic parameters: a randomized, double-blind, placebo-controlled, exploratory study. Nutr J. 2014; 13: 45. DOI: https://doi.org/10.1186/1475-2891-13-45

66. Jiang T., Gao X., Wu C., Tian A., Lei Q., Bi J., et al. Apple-derived pectin modulates gut microbiota, improves gut barrier function, and attenuates metabolic endotoxemia in rats with diet-induced obesity. Nutrients. 2016; 8 (3): 126. DOI: https://doi.org/10.3390/nu8030126

67. Adam C.L., Gratz S.W., Peinado D.I., Thomson L.M., Garden K.E., Williams P.A., et al. Effects of dietary fibre (pectin) and/or increased protein (casein or pea) on satiety, body weight, adiposity and caecal fermentation in high fat diet-induced obese rats. PLoS One. 2016; 11 (5): е0155871. DOI: https://doi.org/10.1371/journal.pone.0155871

68. Adam C.L., Williams P.A., Garden K.E., Thomson L.M., Ross. A.W. Dose-dependent effects of a soluble dietary fibre (pectin) on food intake, adiposity, gut hypertrophy and gut satiety hormone secretion in rats. PLoS One. 2015; 10 (1): e0115438 https://doi.org/10.1371/journal.pone.0115438

69. Shimada R., Yoshimura M., Murakami K., Ebihara K. Plasma concentrations of GLP-1 and PYY in rats fed dietary fiber depend on the fermentability of dietary fiber and respond to an altered diet. Int J Clin Nutr Diet. 2015; 1 (1): 103. DOI: https://doi.org/10.15344/2456-8171/2015/103

70. Rao T.P. Role of guar fiber in appetite control. Physiol Behav. 2016; 164 (pt A): 277–83. DOI: https://doi.org/10.1016/j.physbeh.2016.06.014

71. Wang Z.Q., Zuberi A.R., Zhang X.H. Macgowan J., Qin J., Ye X., et al. Effects of dietary fibers on weight gain, carbohydrate metabolism and gastric ghrelin gene expression in mice fed a high-fat diet. Metabolism. 2007; 56 (12): 1635–42. DOI: https://doi.org/10.1016/j.metabol.2007.07.004

72. Karhunen L.J., Juvonen K.R., Flander S.M., Liukkonen K.-H., Lähteenmäki L., Siloaho M., et al. A psyllium fiber-enriched meal strongly attenuates postprandial gastrointestinal peptide release in healthy young adults. J Nutr. 2010; 140 (4): 737–44. DOI: https://doi.org/10.3945/jn.109.115436

73. Burton-Freeman B., Liyanage D., Rahman S., Edirisinghe I. Ratios of soluble and insoluble dietary fibers on satiety and energy intake in overweight pre- and postmenopausal women. Nutr Healthy Aging. 2017; 4 (2): 157–68. DOI: https://doi.org/10.3233/NHA-160018

74. DeMartino P., Cockburn D.W. Resistant starch: impact on the gut microbiome and health. Curr Opin Biotechnol. 2020; 61: 66–71. DOI: https://doi.org/10.1016/j.copbio.2019.10.008

75. Zhou J., Martin R.J., Raggio A.M., Chen L., McCutcheon K., Keenan M.J. The importance of GLP-1 and PYY in resistant starch’s effect on body fat in mice. Mol Nutr Food Res. 2015; 59 (5): 1000–3. DOI: https://doi.org/10.1002/mnfr.201400904

76. So P.-W., Yu W.-S, Kuo Y.-T., Wasserfall C., Goldstone A.P., Bell J.D., et al. Impact of resistant starch on body fat patterning and central appetite regulation. PLoS One. 2007; 2 (12): e1309. DOI: https://doi.org/10.1371/journal.pone.0001309

77. Maziarz M.P., Preisendanz S., Juma S., Imrhan V., Prasad C., Vijayagopal P. Resistant starch lowers postprandial glucose and leptin in overweight adults consuming a moderate-to-high-fat diet: a randomized-controlled trial. Nutr J. 2017; 16 (1): 14. DOI: https://doi.org/10.1186/s12937-017-0235-8

78. Sandberg J.C., Björck I.M.E., Nilsson A.C. Effects of whole grain rye, with and without resistant starch type 2 supplementation, on glucose tolerance, gut hormones, inflammation and appetite regulation in an 11–14.5 hour perspective; a randomized controlled study in healthy subjects. Nutr J. 2017; 16 (1): 25. DOI: https://doi.org/10.1186/s12937-017-0246-5

79. Odunsi S.T., Vázquez-Roque M.I., Camilleri M., Papathanasopoulos A., Clark M.M., Wodrich L., et al. Effect of alginate on satiation, appetite, gastric function and selected gut satiety hormones in overweight and obesity. Obesity. 2010; 18 (8): 1579–84. DOI: https://doi.org/10.1038/oby.2009.421

80. Jensen M.G., Knudsen J.C., Viereck N., Kristensen M., Astrup A. Functionality of alginate based supplements for application in human appetite regulation. Food Chem. 2012; 132 (2): 823–29. DOI: https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2011.11.042

Было проанализировано действие напитков, обогащенных разными ПВ (3 г β-глюкана из ячменя или 2,5 г ПВ из фруктов на порцию 250 мл), через 3 ч после их потребления участниками эксперимента. Оказалось, что оба напитка усиливали чувство сытости, но только употребление напитка с β-глюканом приводило к снижению суточного потребления энергии на 18-40%. Кроме того, напитки с ПВ вызывали снижение концентрации в крови грелина: с β-глюканом - на 8,1%, с фруктовыми ПВ - на 8,9%. Однако угнетение секреции грелина при употреблении напитков с фруктовыми ПВ было недостаточным для снижения потребления энергии. Обогащенные ПВ напитки вызывали изменение откликов и других гормонов, в частности при употреблении напитка с β-глюканом у обследуемых наблюдали повышение содержания гормона РР на 34,6% и улучшение постпрандиального метаболизма глюкозы. Позитивный эффект вязкого β-глюкана на сытость авторы связали с подъемом уровня гормонов, снижающих аппетит [53].

Инулин является важнейшим запасным углеводом, накапливается в корнях и луковицах многих растений (цикорий, топинамбур, артишок, девясил, лук, чеснок и др.). В результате частичного ферментативного гидролиза инулина получаются фруктаны с короткой цепью (<10 единиц) - фруктоолигосахариды (олигофруктоза, ФОС). Фруктаны инулинового типа в зависимости от степени полимеризации являются либо растворимыми, либо нерастворимыми ПВ.

Инулины не обладают адсорбирующими и гелеобразующими свойствами, но хорошо ферментируются микробиотой толстой кишки до КЦЖК, газов и молочной кислоты. Потребление инулина модулирует состав микробиома в толстой кишке, снижая отдельные виды

Firmicutes и стимулируя рост Bacteroides spp., особенно популяции Bifidobacterium spp., играющей ключевую роль в ферментации инулина. Продукты ферментации инулина способствуют благоприятным изменениям кишечной слизистой, индуцируя формирование более высоких микроворсинок и более глубоких крипт, а также более плотный муциновый слой в толстой кишке. Фруктаны инулинового типа, включенные в рационы, влияют на промоторы дифференцировки клеток кишечного эпителия нейрогенин 3 и нейро D, что приводит к увеличению количества L-клеток [54].

Включение инулина (7,5%, 2 и 14 нед) в высокожировой рацион мышам дикого типа и их сородичам с нокаутом рецепторов FFAR2 в 1,5 раза повышало концентрацию PYY (84,9±19,3 пмоль/л) в крови мышей дикого типа по сравнению с уровнем гормона у контрольных животных (54,7±17,0 пмоль/л), получавших стандартный рацион без инулина. Подъем концентрации PYY у нокаутных животных оказался незначительным. На культуре кишечной ткани у мышей дикого типа, содержавшихся на рационе с инулином, было выявлено увеличение популяции Bifidobacterium spp. и увеличение в эпителии толстой кишки количества и плотности распределения новых эндокринных клеток. Повышение количества секретирующих PYY L-клеток на 87% повлекло за собой повышение секреции PYY на 127%, а повышение количества L-клеток, секретирующих GLP-1 на 73%, повысило концентрацию GLP-1 на 54% по сравнению с уровнем у животных на рационе без инулина. Полагают, что продукты ферментации инулина активируют рецепторы GPR43/FFAR2 на апикальных мембранах L-клеток. Повышенная секреция PYY, индуцированная продуктами ферментации инулина, подавляла через орексигенные нейроны аркуатного ядра гипоталамуса продукцию NPY и AgRP. Повышение уровня GLP-1 не зависело от данных рецепторов и происходило за счет увеличения количества GLP-1-секретирующих L-клеток. За счет инкретинового эффекта GLP-1 наблюдали улучшение гомеостаза глюкозы, что вызывало снижение потребления пищи, аппетит и массу тела на "20% у животных дикого типа. Влияние продуктов ферментации инулина на клеточную дифференцировку благоприятствовало большей реализации потенциала PYY [55].

У лабораторных крыс при внесении в стандартную диету ФОС (10 г ФОС на 90 г корма, 4 нед) была выявлена повышенная концентрация GLP-1(7-36) в плазме и повышенная в 2 раза секреция гормона в проксимальной части толстой кишки на фоне уменьшения количества потребляемой пищи, снижения аккумуляции массы жира и прибавки массы тела. Этот эффект был также отнесен к двойному увеличению количества эндокринных L-клеток в слизистой кишки под влиянием ФОС. Авторы предположили, что конечные продукты ферментации ФОС были вовлечены в модуляцию метаболизма клеток слизистой толстой кишки, а также оказывали позитивное влияние на экспрессию гена проглюкагона. Эти наблюдения были подтверждены исследованиями in vitro на культуре клеток кишечного эпителия, а также при инфузии толстой кишки бутиратом, рассматриваемым в качестве ключевого регулятора дифференциации кишечных клеток [56, 57].

Включение ФОС (10% w/w, 7 нед) в рацион экспериментальным животным с нормальной массой тела и мышам с генетически обусловленным ожирением и ожирением, индуцированным высокожировым рационом, вызывало повышенную экспрессию гена проглюкагона в проксимальной части толстой кишки, обусловившую повышенный уровень GLP-1 в портальной вене, что привело к улучшению гомеостаза глюкозы и чувствительности к лептину, снижению аккумуляции жира и прибавки массы тела. Примечательно, что у крыс, содержавшихся на высокожировом рационе, при употреблении ФОС было обнаружено снижение активности фермента дипептидилпептидазы IV (деградирующего GLP-1), что также способствовало более высокому уровню в крови экспериментальных животных данного короткоживущего гормона [54]. При употреблении фруктанов разной степени полимеризации (10 г на 100 г корма, 3 нед) в экстрактах сегментов ткани кишечника и в сыворотке крови лабораторных крыс было обнаружено повышение уровня GLP-1(7-36)-амида на 45% и снижение уровня циркулирующего грелина на 25-30% по сравнению с контролем (стандартная диета) [58].

Аналогичным экспериментом на крысах, потреблявших ФОС (10% w/w, 4 нед) показано, что на фоне повышения в 1,91 раза концентрации КЦЖК в толстой кишке уровни гормональных пептидов также повышались: GLP-1 - в 3,2 и PYY - в 3,1 раза. В содержимом слепой кишки был обнаружен более высокий уровень сукцината и бутирата и относительно низкий - ацетата и пропионата по сравнению с контрольной группой. У крыс, получавших с кормом ФОС, была увеличена экспрессия гена ffar2 в клетках дистальной части подвздошной кишки. Эти изменения за счет повышенной секреции анорексигенных пептидов привели к снижению количества потребляемой пищи на 17%, массы общего жира тела - на 35% и уменьшению прибавки массы тела на 37% по сравнению с контрольной группой животных [59]. При внесении в рацион крыс фруктанов (5%, 4 нед) из зерна ячменя и стеблей пшеницы в крови у экспериментальных животных наблюдали повышение уровня PYY и GLP-1 в 2 раза, при этом уровень лептина в плазме оставался близким к контролю, несмотря на то что масса жира снизилась на 20% по сравнению с контролем [60].

Существует мнение, что фруктаны в малых дозах (<10 г/сут) не влияют у человека на аппетит и сытость. Позитивный эффект может быть замечен только при потреблении ФОС в более высоких дозах (>16 г/сут) и при более продолжительном времени употребления (12-16 нед). Показано, что ежедневное употребление здоровыми лицами 16 г ФОС в течение 13 дней способствовало поддержанию повышенной постпрандиальной концентрации PYY в плазме, что благоприятствовало ощущению сытости и снижению потребления общей энергии на 10-11% [58, 61]. Длительное потребление ФОС (21 г/сут, 12 нед) 49 лицами c избыточной массой тела или ожирением приводило к снижению потребления энергии на 29% и снижению массы тела на 1,03±0,43 кг (уже к 6-й неделе) на фоне улучшения регуляции уровня глюкозы. На финальный день обследования наблюдали супрессию секреции грелина и лептина (tAUC на ≈20-23%) и повышение уровня в плазме PYY (tAUC на ≈13%), без изменения секреции GLP-1 [62].

Ежедневное потребление 30 г ФОС (8 нед) 22 лицами с избыточной массой тела и ожирением приводило к увеличению в плазме концентрации пропионата и бутирата, к подавлению аппетита и снижению потребления пищи на 12,9%, без изменения массы тела и жира у обследуемых. Со стороны гормонов регистрировали повышение концентрации PYY (на ≈25%) и незначительное повышение GLP-1 [63]. Аналогичные результаты были получены при ежедневном потреблении здоровыми лицами этой добавки (30 г, 2 нед или 35 г и более, 5 нед), вызвавшей снижение уровня глюкозы в крови, повышение секреции PYY и снижение уровня грелина [64]. Прием ФОС + пектин (15 г и 30 г/сут, 3 нед) приводил у здоровых и с избыточной массой лиц к снижению потребления энергии в зависимости от дозы на 6,6 и 10,4% по сравнению с контролем. Полагают, что комбинация этих ПВ вызывала сытость за счет растяжения стенок желудка и замедления освобождения его содержимого, действия КЦЖК на рецепторы L-клеток GPR43/FFAR2 и GPR41/FFAR3, что индуцировало повышенную продукцию аппетит-регулирующих пептидов [65].

Пектины - высокомолекулярные гетерополисахариды, присутствующие во всех наземных растениях и в ряде водорослей. Особенно много пектинов во фруктах, корнеплодах, ягодах. Физико-химические и функциональные свойства пектина определяются степенью полимеризации макромолекул и метилэтерификации карбоксильных групп остатков α-D-галактуроновой кислоты основной углеводной цепи - гомогалактуронана.

Пектин - высокоферментируемый субстрат для микрофлоры толстой кишки, оказывающий благотворное влияние на кишечную микробиоту и обладающий выраженными сорбционными свойствами. Данный НПС обладает локальным и системным действием, в том числе гипогликемическим и гиполипидемическим. Физиологический эффект пектина в ЖКТ связан с высокой вязкостью и способностью волокна к образованию гелеобразной субстанции, что оказывает влияние на скорость эвакуации содержимого желудка, время кишечного транзита и на абсорбцию нутриентов [66].

В экспериментах на крысах с ожирением было исследовано влияние яблочного пектина (ЯП), добавленного в высокожировые рационы с высоким и низким содержанием белка (белок гороха и казеин молока). При включении ЯП (10% корма, 4 нед) в рационы, содержащие белки, у животных фиксировали более раннее формирование чувства сытости, что приводило к снижению на 23% количества потребляемой пищи, а также к снижению на 12% массы тела и на 44% общей массы жира. В плазме крови у животных, содержавшихся на высокожировом рационе с включением ЯП, обнаружили повышенный уровень PYY (168%), общего GLP-1 (151%), а также сниженный уровень лептина плазмы на 62%. При потреблении корма с ЯП и белком гороха уровень лептина снижался на 38%, а при добавлении казеина эффект отсутствовал. На пектинсодержащем рационе одновременно повышались концентрации ацетата (123%) и пропионата (118%). Высокое содержание ЯП в составе рациона в сочетании с высоким содержанием белка оказалось более эффективным для повышения сытости у животных, а также для снижения в плазме крови концентрации липидов и инсулина по сравнению с высокобелковым рационом без добавления ЯП [67].

Включение ЯП (3,3, 6,7 и 10% w/w, 4 нед) в стандартный рацион крыс с 5% целлюлозы (контроль) вызывало у животных не только дозозависимые эндокринные изменения, связанные с повышением финального уровня в плазме GLP-1 и PYY в 2,6 и 3,0 раза по сравнению с контролем, но и морфологические изменения слизистой кишки (гипертрофию слизистой оболочки, увеличение высоты и глубины крипт) уже на 8-й день эксперимента с сохранением эффекта до 4 нед. При "пектиновом" рационе у животных регистрировали большее количество Bacteroides и более высокое (почти в 2 раза) содержание в толстой кишке КЦЖК, которые активировали L-клетки, стимулируя секрецию гормонов сытости. Одновременно регистрировали снижение потребления пищи на 19%, массы жира - на 42% и прибавки массы тела - на 45%, как полагают авторы, еще и за счет снижения скорости опорожнения желудка, обусловленной вязкостью ПВ [67, 68].

Гуаровая камедь (гуаровая смола, камедь гуарового дерева) экстрагируется из эндосперма семян бобовых (индийская фасоль, индийская акация, гороховое дерево, Cyamopsis tetragonolobus); 85% гуаровой камеди представляет собой водорастворимый НПС, при растворении которого образуется высоковязкий гель благодаря высокой молекулярной массе до 200-300 кДа. Раствор гуаровой камеди в воде имеет самую высокую вязкость среди природных полисахаридов, лучшую биоразлагаемость и широко используется в качестве пищевой добавки Е412.

У лабораторных крыс, содержавшихся на рационе с гуаровой камедью (5% w/w, 21 сут), в слепой кишке было обнаружено 3-кратное повышение содержания КЦЖК, а в крови - повышенное содержание GLP-1 и PYY в ≈2,7 раза по сравнению с показателями контрольных животных. Полагают, что повышенные концентрации GLP-1 и PYY обусловлены или стимулирующим действием КЦЖК на L-клетки, или индуцированным повышением их количества. Была выявлена позитивная корреляция между содержанием в слепой кишке КЦЖК и массой кишечной ткани. Гуаровая камедь в тонкой кишке формирует вязкую среду, замедляющую транзит нутриентов, усиливая сытость и снижая потребление пищи. Постпрандиальная повышенная секреция гормонов могла быть также следствием пролонгированного транзита нутриентов в полости подвздошной кишки (вовлечение в "подвздошный тормоз") и нервных импульсов от эндокринных L-клеток [69].

Гуаровое волокно представляет собой растворимое невязкое волокно, полученное в результате контролируемого частичного ферментативного гидролиза гуаровой камеди. Химическая структура гуарового волокна и гуаровой камеди сходна, различие состоит лишь в меньшей длине основной цепи волокна со средней молекулярной массой ≈20 кДа. Гуаровое волокно по сравнению с другими ПВ ферментируется медленно, в течение более длительного времени, обеспечивая выраженный пребиотический эффект.

При включении гуарового волокна в состав диет (2,5 и 6 г на порцию еды, 2 нед) у лиц с нормальным индексом массы тела и с ожирением было обнаружено большое количество бутирата и пропионата в толстой кишке в результате длительно протекающей ферментации волокна. КЦЖК влияли на время транзита остатков пищи в толстой кишке и оказывали стимулирующее действие на L-клетки, вызывая повышенную секрецию ССК, что обеспечивало длительное ощущение сытости (более чем на 4 ч), приводило к снижению аппетита и снижению на 20% потребления калорий обследуемыми лицами [70].

Псиллиум - общее название, используемое для обозначения волокон, получаемых из растений рода Plantago. В высушенных и измельченных оболочках семян растений P. ovate и P. psyllium содержится наибольшее количество растворимых ПВ. Псиллиум является гелеобразующим волокном, в составе которого гелеобразующая фракция В составляет 85%; фракция остается в виде геля и в толстой кишке. Данное ПВ обладает высокой водоудерживающей способностью на протяжении всего ЖКТ и низкой способностью к ферментации бактериальными штаммами толстой кишки человека.

Экспериментальным мышам в рацион с высоким содержанием жира был добавлен псиллиум (10% w/w, 12 нед), в результате чего в плазме крови животных был выявлен повышенный в 2 раза уровень GLP-1, сниженные на 70-75% уровень лептина сыворотки и на 25-30% содержание мРНК грелина по сравнению с контролем. Одновременно, начиная с 4 нед, регистрировали снижение уровня глюкозы натощак и повышающуюся чувствительность к инсулину на фоне снижения массы тела и массы жира у животных [71].

На молодых добровольцах (n=16) с нормальной массой тела было исследовано действие псиллиума, добавленного в изоэнергетические диеты, сбалансированные по основным макронутриентам. Псиллиум и белок сои были включены в диеты в разных количественных соотношениях: а) 7,6/2,8 г; б) 6,2/19,7 г; в) 23/2,6 г; г) 23/18,4 г. После потребления пищи, содержавшей низкое количество белка и различное количество ПВ, в плазме крови была выявлена повышенная концентрация GLP-1 на фоне постпрандиального снижения в течение 2 ч глюкозы и инсулина. Однако после потребления пищи с высоким содержанием белка и высоким уровнем ПВ (23 г) в течение первых 20 мин у обследуемых лиц в крови обнаружили снижение уровня GLP-1 ниже исходного с постепенным возвратом в течение 2 ч к препрандиальному значению, тогда как уровень общего пула PYY, наоборот, в первые 40 мин повышался и сохранялся повышенным в течение длительного времени. Уровень грелина при потреблении аналогичной тестовой диеты также снижался в первые 40 мин с последующим возвратом к исходному. Наиболее эффективное действие псиллиума было выявлено в диапазоне доз от 7,4 до 23 г. Показатели субъективного аппетита не изменялись при наличии псиллиума в диетах, содержащих разные количества белка. Данные результаты указывают на неоднозначный эффект ПВ, который зависел от присутствия в составе рациона белка как компонента пищи, традиционно рассматриваемого в качестве эффективного стимулятора сытости [72].

Влияние псиллиума тестировали при обследовании 38 женщин (1 мес) с ожирением и избыточной массой тела, в пре- и постменопаузе. При добавлении в высокоуглеводную пищу различных ПВ (12 г) - псиллиума и целлюлозы (в соотношении 3:1) и этих же ПВ в обратном соотношении (1:3), обнаружили, что оба ПВ в составе рациона в совокупности вызывали более ощутимое чувство сытости по сравнению с контролем. Оказалось, что при добавлении псиллиума в пищу подавление голода происходило более эффективно, чем при внесении целлюлозы, добавление которой вызывало более сильное чувство растяжения желудка без изменения концентрации ССК в крови. При приеме псиллиума концентрация циркулирующего ССК у обследуемых первоначально даже снижалась (1,92±0,27 пмоль/л против контроля 3,12±0,27 пмоль/л), что могло быть обусловлено высокой вязкостью химуса в тонкой кишке за счет растворимого ПВ. Кроме того, время транзита углеводов до подвздошной кишки продлевалось из-за образовавшегося геля, тормозящего высвобождение продуктов гидролиза жира, необходимых для стимуляции клеток, секретирующих гормон CCK в верхней трети тонкой кишки [73].

Резистентный крахмал (RS, неперевариваемый крахмал) представляет собой крахмал или продукты его гидролиза, устойчивые к воздействию амилолитических ферментов тонкой кишки человека. RS встречается в природных крахмалосодержащих источниках (клубни картофеля, бобовые, зерна кукурузы, пшеницы, риса и других растений) и может возникать в виде модифицированных форм при переработке натурального сырья. В настоящее время RS подразделяется на 4 типа - RS1, RS2, RS3 и RS4.

Резистентный крахмал используется в производстве пищевых продуктов в качестве пищевой добавки. В толстой кишке RS становится доступным субстратом для бактерий рода Bifidobacterium и ферментируется с образованием КЦЖК, в основном бутирата. Потребление RS ≈20 г/сут позитивно влияет на гликемический и инсулиновый индекс, липидный состав крови, чувство насыщения и снижение потребления энергии [74].

Влияние RS2 (30% кукурузного RS в стандартной диете, 10 нед) исследовали в эксперименте на крысах, нормальных мышах и мышах с нокаутом гена рецептора GLP-1. На процесс ферментации RS2 в толстой кишке у животных и человека требуется обычно 2-4 сут. При действии продуктов ферментации наблюдали повышение уровней GLP-1 и PYY примерно вдвое в течение суток, а также фиксировали повышение толерантности к глюкозе у мышей с экспериментальным диабетом и снижение массы жира в теле грызунов дикого типа, но при этом данные эффекты отсутствовали у мышей, нокаутных по рецептору GLP-1 [75]. Результаты экспериментов in vitro на культуре эпителиальных клеток слепой кишки подтвердили заключение авторов о том, что продукты ферментации RS2 стимулируют секрецию GLP-1 и PYY [75].

В экспериментах на мышах (40 самцов, 8 нед), содержавшихся на высокожировом рационе с легкоперевариваемым кукурузным крахмалом и кукурузным крахмалом, содержащим 60% RS, было показано, что рацион с высоким содержанием RS способствовал снижению уровня лептина у животных почти в 2,8 раза по сравнению с животными, потреблявшими легкоперевариваемый крахмал. Примечательно, что RS оказывал влияние на морфологию и метаболизм адипоцитов. У животных, в составе рациона которых содержался легкоперевариваемый крахмал, адипоциты были крупнее и обладали более низкой чувствительностью к инсулину [76].

Ежедневное потребление (30 г, 6 нед) кукурузного RS2 с высоким содержанием амилозы (в составе маффинов) взрослыми здоровыми лицами с избыточной массой тела (n=18) приводило к улучшению гомеостаза глюкозы (снижению ее уровня в крови), почти к двукратному снижению концентрации лептина, при этом регистрировали повышение уровня PYY, которое авторы связали со стимуляцией секреции гормона повышенным содержанием КЦЖК в дистальной части кишечника [77]. У здоровых лиц (n=28), употреблявших в составе завтрака цельнозерновой ржаной хлеб с добавлением кукурузной муки, содержавшей 60% RS2, также было обнаружено повышение уровня PYY (через 120 мин после еды), обусловленное стимулирующим действием продуктов ферментации RS2 на L-клетки [78].

Альгинаты. Источником данных НПС являются бурые морские водоросли. Альгинаты, образуя гель в желудке, вызывают повышенное растяжение его стенок, торможение скорости кишечной абсорбции нутриентов, модулируя инсулиногликемический ответ, т.е. реализуют свое действие посредством физиологических механизмов, связанных с вязкостью, высокой водоудерживающей способностью, длительным контактом с химусом. Несмотря на то что гель слабо ферментируется в толстой кишке, альгинаты оказывают позитивное влияние на сытость и подавляют чувство голода. Полагают, что альгинат (от 0,25 до 15 г) эффективен в контроле над аппетитом у здоровых людей, снижая калорийность пищи и субъективный аппетит, влияя на массу тела. Однако, в отличие от пектина и β-глюканов, влияющих на секрецию гормонов сытости, эффект альгината (капсулы 405 мг, 3 раза/сут, 7 сут + по 6 капсул на 8-10-е сутки) на секрецию ССК, GLP-1 и PYY у лиц с ожирением и избыточной массой тела (n=48) не выявлен [79, 80].

Целлюлоза представляет собой структурный компонент стенок растительных клеток. Богатыми источниками ПВ являются зерновые и отруби, фрукты, овощи, орехи. Интерес к этому виду ПВ обусловлен его вкладом в регуляцию массы тела за счет более быстрого насыщения во время потребления пищи с грубыми волокнами и сытости после еды. Предположения о механизмах действия целлюлозы на гормоны сытости ограничены и противоречивы. Целлюлоза резистентна к биологической деградации, обладает низкой вязкостью, набухает, увеличивая объем пищи и растяжение желудка.

В экспериментах на крысах было обнаружено, что уровень PYY в крови портальной вены возрастал на 14% при внесении в корм целлюлозы (5%, 21 день), тогда как уровень GLP-1 снижался примерно на 25% по сравнению с контролем [69]. В некоторых работах, однако, показано, что внесение целлюлозы в корм крысам в количестве 10% (4 нед) не влияет на уровень данных гормонов при сравнении с аналогичными показателями контроля, содержавшего 5% этого ПВ [67]. Добавка экспериментальным мышам целлюлозы (10% w/w, 12 нед) в рацион с высоким содержанием жира не повлияла на секрецию GLP-1 и мРНК грелина, но уровень лептина в сыворотке крови оказался выше на 30% по сравнению с показателем мышей, содержавшихся на высокожировой диете [71].

Ежедневное потребление 30 г целлюлозы лицами с избыточной массой тела и ожирением приводило к снижению субъективного чувства голода и аппетита и к уменьшению на 16,4% потребления энергии. Влияние этого ПВ на секрецию гормональных пептидов оказалось небольшим: уровень PYY возрастал на ≈10%, а GLP-1 - на ≈15% [63].

Таким образом, ПВ модифицируют деятельность ЖКТ и посредством различных механизмов оказывают влияние на секрецию аппетит-регулирующих гормонов, способствующих ранним сигналам насыщения и пролонгированным сигналам сытости.

Заключение

ПВ в составе обычного рациона, обогащенных или функциональных пищевых продуктов либо в виде биологически активных добавок к пище влияют на процессы пищеварения и усвоения пищи посредством различных физиологических механизмов, в основе которых лежат биологические и физико-химические свойства ПВ: гидрофильность, вязкость, способность к гелеобразованию, ферментируемость под действием микрофлоры толстого кишечника. ПВ посредством изменения моторики ЖКТ, замедления абсорбции нутриентов в тонкой кишке, изменения состава микробиоты, соотношения продуктов ферментации ПВ в толстой кишке оказывают влияние на секрецию гормональных пептидов ЖКТ и жировой ткани, подавляя или стимулируя их биосинтез и секрецию.

Гастроинтестинальные гормоны, вовлеченные в гомеостатическую регуляцию потребления и расхода энергии, играют существенную роль в формировании чувства голода, насыщения и сытости, способствуя регуляции аппетита и поддержанию нормальной массы тела. Контроль над потреблением энергии осуществляется через коммуникативный механизм связи между ЖКТ и ЦНС посредством гуморальных сигналов благодаря циркулирующим в кровотоке гормонам и посредством нейроэндокринных сигналов - стимуляции специфических нейронных рецепторов в гипоталамусе, на терми-налях блуждающего нерва, эндокринных L-клетках слизистой оболочки тонкой и толстой кишки и рецепторов периферических органов (см. рисунок).

Схема нейрогуморальной регуляции секреции гастроинтестинальных гормонов в системе взаимодействия "кишечник-мозг" с вовлечением микробиоты и пищевых волокон

The influence of dietary fiber on the neurohumoral regulation of the secretion of gastrointestinal peptide hormones

AgRP - агути-родственный белок; CART - транскрипт, регулируемый кокаин-амфетамином; СCK - холецистокинин; GPR41, GPR43 - рецепторы короткоцепочечных жирных кислот; GPR40, GPR120 - рецепторы средне- и длинноцепочечных свободных жирных кислот; GLP-1 - глюкагоноподобный пептид-1; NPY -нейропептид Y; POMC - проопиомеланокортин; PYY - пептид YY; КЦЖК - короткоцепочечные жирные кислоты: ацетат, бутират, пропионат; ПВ - пищевые волокна.

Кишечные пептиды ССК, GLP-1, PYY как физиологические регуляторы потребления пищи являются основными компонентами оси "кишечник-мозг" и играют роль сигналов сытости, ограничивая избыточное потребление пищи. Изменения моторики ЖКТ, усиление активации "подвздошного тормоза", вызванные ПВ, пролонгируют контакт нутриентов с L-клетками, оказывая стимулирующее действие на освобождение кишечных гормонов. Продукты ферментации ПВ кишечной микробиотой - КЦЖК - активируют гормональные рецепторы на эндокринных клетках, стимулируя биосинтез и секрецию аппетит-регулирующих гормонов, влияют на промоторы клеточной дифференцировки, вызывая увеличение количества гормон-продуцирующих клеток, способствуют изменению метаболизма и морфологии эндокринных клеток. Адипокины, в числе которых лептин, также являются сигнальными молекулами, передавая в гипоталамус информацию о запасе энергии, участвуя в регуляции пищевого поведения.

Модуляция секреции гастроинтестинальных гормонов компонентами пищи, в том числе ПВ, может служить одной из стратегий, направленных на контроль над аппетитом, на предотвращение аккумуляции жировой массы и снижение избыточной массы тела, на улучшение гомеостаза глюкозы, профилактику ожирения и сахарного диабета 2 типа. Включая в пищевой рацион продукты растительного происхождения или эффективные ПВ (пектины, фруктаны инулинового типа, β-глюканы) в виде функциональных продуктов или биологически активных добавок к пище возможно промотировать благоприятный профиль эндогенных гастроинтестинальных гормонов, обеспечивающий снижение аппетита и поддержание нормальной массы тела.

Литература/References

1. Barber T.M., Kabisch S., Pfeiffer A.F.H., Weickert M.O. The health benefits of dietary fibre. Nutrients. 2020; 12 (10): 3209. DOI: https://doi.org/10.3390/nu12103209 URL: www.mdpi.com/journal/nutrients

2. De Graaf C., Blom W.A.M., Smeets P.A.M., Stafleu A., Hendriks H.F.J. Biomarkers of satiation and satiety. Am J Clin Nutr. 2004; 79 (6): 946-61. DOI: https://doi.org/10.1093/ajcn/79.6.946

3. Benelam B. Satiation, satiety and their effects on eating behavior. Nutr Bull. 2009; 34 (2): 126-73. DOI: https://doi.org/10.1111/j.1467-3010.2009.01777.x

4. Abdalla M.M.I. Central and peripheral control of food intake. Endocr Regul. 2017; 51 (1): 52-70. DOI: https://doi.org/10.1515/enr-2017-0006

5. Prinz P., Stengel A. Control of food intake by gastrointestinal peptides: mechanisms of action and possible modulation in the treatment of obesity. J Neurogastroenterol Motil. 2017; 23 (2): 180-96. DOI: https://doi.org/10.5056/jnm16194

6. Gribble F.M., Reiman F. Function and mechanisms of enteroendocrine cells and gut hormones in metabolism. Nat Rev Endocrinol. 2019; 15 (4): 226-37. DOI: https://doi.org/10.1038/s41574-019-0168-8

7. Müller T.D., Nogueiras R., Andermann M.L., et al. Ghrelin. Mol Metab. 2015; 4: 437-60.

8. Fernandez G., Cabral A., Cornejo M.P., Francesco P.N., Garsia-Romero G., Reynaldo M., et al. Des-acyl ghrelin directly targets the arcuate nucleus in a ghrelin receptor independent manner and impairs the orexigenic effect of ghrelin. J Neuroendocrinol. 2016; 28 (2): 12349. DOI: https://doi.org/10.1111/jne.12349

9. Schaeffer M., Langlet F., Lafont C., et al. Rapid sensing of circulating ghrelin by hypothalamic appetite-modifying neurons. Proc Natl Acad Sci USA. 2013; 110 (4): 1512-17. DOI: https://doi.org/10.1073/pnas.1212137110

10. Cummings D.E. Ghrelin and the short- and long-term regulation of appetite and body weight. Physiol Behav. 2006; 89 (1): 71-84. DOI: https://doi.org/10.1016/j.physbeh.2006.05.022

11. Mihalache L., Gherasim A., Niţă O., Unqureanu M.C., Padureanu S.S., Gavril R.S., et al. Effects of ghrelin in energy balance and body weight homeostasis. Hormones (Athens, Greece). 2016; 15 (2): 186-96. DOI: https://doi.org/10.14310/horm.2002.1672

12. Park H.K., Ahima R.S. Physiology of leptin: energy homeostasis, neuroendocrine function and metabolism. Metabolism. 2015; 64 (1): 24-34. DOI: https://doi.org/10.1016/j.metabol.2014.08.004

13. Zhou Y., Rui L. Leptin signaling and leptin resistance. Front Med. 2013; 7 (2): 207-22. DOI: https://doi.org/10.1007/s11684-013-0263-5

14. Ronveaux C.C., Tome D., Rabould H.E. Glucagon-like peptide 1 interacts with ghrelin and leptin to regulate glucose metabolism and food intake through vagal afferent neuron signaling. J Nutr. 2015; 145 (4): 672-80. DOI: https://doi.org/10.3945/jn.114.206029

15. Parker H.E., Gribble F.M., Reiman F. The role of gut endocrine cells in control of metabolism and appetite. Exp Physiol. 2014; 99 (9): 1116-20. DOI: https://doi.org/10.1113/expphysiol.2014.079764

16. Gribble F.M., Reimann F. Enteroendocrine cells: chemosensors in the intestinal epithelium. Annu Rev Physiol. 2016; 78: 277-99. DOI: https://doi.org/10.1146/annurev-physiol-021115-105439

17. Dockray G.J. Enteroendocrine cell signalling via the vagus nerve. Curr Opin Pharmacol. 2013; 13 (6): 954-8. DOI: https://doi.org/10.1016/j.coph.2013.09.007

18. Ye L., Liddle R.A. Gastrointestinal hormones and the gut connectome. Curr Opin Endocrinol Diabetes Obes. 2017; 24 (1): 9-14. DOI: https://doi.org/10.1097/MED.0000000000000299

19. Li J., An R., Zhang Y., Li X., Wang S. Correlations of macronutrient-induced functional magnetic resonance imaging signal changes in human brain and gut hormone responses. Am J Clin Nutr. 2012; 96 (2): 275-82. DOI: https://doi.org/10.3945/ajcn.112.037440

20. Dockrey G.J. Cholecystokinin. Curr Opin Endocrinol Diabetes Obes. 2012; 19 (1): 8-12. DOI: https://doi.org/10.1097/MED.0b013e32834eb77d

21. Overduin J., Gibbs J., Cummings D.E., Reeve J.R. Jr. CCK-58 elicits both satiety and satiation in rats while CCK-8 elicits only satiation. Peptides. 2014; 54: 71-80. DOI: https://doi.org/10.1016/j.peptides.2014.01.008

22. Sensfuss U., Kruse T., Skyggebjerg R.B., Uldam H.K., Vestergaard B., Huus K., et al. Structure-activity relationships and characterization of highly selective, long-acting, peptide-based cholecystokinin 1 receptor agonists. J Med Chem. 2019; 62 (3): 1407-19. DOI: https://doi.org/10.1021/acs.jmedchem.8b01558

23. Batterham R.L., Ffytche D.H., Rosenthal J.M., Zelaya F.O., Barker G.J., Withers D.J., et al. PYY modulation of cortical and hypothalamic brain areas predicts feeding behaviour in humans. Nature. 2007; 450 (7166): 106-9. DOI: https://doi.org/10.1038/nature06212

24. Wu Y., He H., Cheng Z., Bai Y., Ma X. The role of neuropeptide Y and peptide YY in the development of obesity via gut-brain axis. Curr Protein Pept Sci. 2019; 20 (7): 750-8. DOI: https://doi.org/10.2174/1389203720666190125105401

25. Kjaergaard M., Salinas С.B.G., Rehfeld J.F., Secher A., Raun K., Wulf B.S. PYY (3-36) and exendin-4 reduce food intake and activate neuronal circuit in a synergistic manner in mice. Neuropeptides. 2019; 73: 89-95. DOI: https://doi.org/10.1016/j.npep.2018.11.004

26. Smith N.R., Hackett T.A., Galli A., Flynn C.R. GLP-1: molecular mechanisms and outcomes of a complex signaling system. Neurochem Int. 2019; 128: 94-105. DOI: https://doi.org/10.1016/j.neuint.2019.04.010

27. Näslund E., Hellström P.M. Appetite signaling: From gut peptides and enteric nerves to brain. Physiol Behav. 2007; 92 (1-2): 256-62. DOI: https://doi.org/10.1016/j.physbeh.2007.05.017

28. Tolhurst G., Heffron H., Lam Y.S., Parker H.E., Habib A.M., Diakogiannaki E., et al. Short-chain fatty acids stimulate glucagon-like peptide-1 secretion via the G-protein-coupled receptor FFAR2. Diabetes. 2012; 61 (2): 364-71. DOI: https://doi.org/10.2337/db11-1019

29. Astrup A., Rössner S., Van Gaal L., Rissanen A., Niskanen L., Al Hakim M., et al. Effects of liraglutide in the treatment of obesity: a randomised, double-blind, placebo-controlled study. Lancet. 2009; 374 (9701): 1606-16. DOI: https://doi.org/10.1016/S0140-6736(09)61375-1

30. De Silva A., Salem V., Long C.J., Makwana A., Newbould R.D., Rabiner E.A., et al. The gut hormones PYY3-36 and GLP-17-36 amide reduce food intake and modulate brain activity in appetite centers in humans. Cell Metab. 2011; 14 (5): 700-6. DOI: https://doi.org/10.1016/j.cmet.2011.09.010

31. Codex Alimentarius Commission. Thirty Second Session. Rome, 29 June - 4 July 2009.

32. Capuano E. The behavior of dietary fiber in gastrointestinal tract determines its physiological effect. Crit Rev Food Sci Nutr. 2017; 57 (16): 3543-64. DOI: https://doi.org/10.1080/10408398.2016.1180501

33. Wanders A.J., Jonathan M.C., van den Borne J.J.G.C., Mars M., Schols H.A., Feskens E.J.M., et al. The effects of bulking viscous and gel-forming dietary fibres on satiation. Br J Nutr. 2013; 109 (7): 1330-7. DOI: https://doi.org/10.1017/S0007114512003145

34. De Graaf C. Texture and satiation: the role of oro-sensory exposure time. Physiol Behav. 2012; 107 (4): 496-501. DOI: https://doi.org/10.1016/j.physbeh.2012.05.008

35. Flood-Obbagy J.E., Rolls B.J. The effect of fruit in different forms on energy intake and satiety at a meal. Appetite. 2009; 52 (2): 416-22. DOI: https://doi.org/10.1016/j.appet.2008.12.001

36. Alexander C., Swanson K.S., Fahey G.C., Garleb K.A. Perspective: physiologic importance of short-chain fatty acids from nondigestible carbohydrate fermentation. Adv Nutr. 2019; 10 (4): 576-89. DOI: https://doi.org/10.1093/advances/nmz004

37. Lopez-Cepero A.A., Palacios C. Association of the intestinal microbiota and obesity. PR Health Sci J. 2015; 34 (2): 60-4.

38. Bäckhed F., Manchester J.K., Semenkovich C.F., Gordon J.I. Mechanisms underlying the resistance to diet-induced obesity in germ-free mice. Proc Natl Acad Sci USA. 2007; 104 (3): 979-84. DOI: https://doi.org/10.1073/pnas.0605374104

39. DenBesten G., van Eunen K., Groen A.K., Venema K., Reijngoud D.-J., Bakker B.M. The role of short-chain fatty acids in the interplay between diet, gut microbiota, and host energy metabolism. J Lipid Res. 2013; 54 (9): 2325-40. DOI: https://doi.org/10.1194/jlr.R036012

40. Koh A., De Vadder F., Kovatcheva-Datchary P., Bäckhed F. From dietary fiber to host physiology: short-chain fatty acids as key bacterial metabolites. Cell. 2016; 165 (6): 1332-45. DOI: https://doi.org/10.1016/j.cell.2016.05.041

41. Nohr M.K., Pedersen M.H., Gille A., Egerod K.L., Engelstoft M.S., Husted A.S., et al. GPR41/FFAR3 and GPR43/FFAR2 as cosensors for short-chain fatty acids in enteroendocrine cells vs FFAR3 in enteric neurons and FFAR2 in enteric leukocytes. Endocrinology. 2013; 154 (10): 3552-64. DOI: https://doi.org/10.1210/en.2013-1142

42. Larraufie P., Martin-Gallausiaux C., Lapaque N., Dore J., Gribble F.M., Reimann F., Blottiere H.M. SCFAs strongly stimulate PYY production in human enteroendocrine cells. Sci Rep. 2018; 8 (1): 74. DOI: https://doi.org/10.1038/s41598-017-18259-0

43. Habib A.M., Richards P., Rogers G.J., Reimann F., Gribble F.M. Co-localisation and secretion of glucagon-like peptide 1 and peptide YY from primary cultured human L cells. Diabetologia. 2013; 56 (6): 1413-16. DOI: https://doi.org/10.1007/s00125-013-2887-z

44. Bauer P.V., Hamr S.C., Duca F.A. Regulation of energy balance by a gut-brain axis and involvement of the gut microbiota. Cell Mol Life Sci. 2016; 73 (4): 737-55. DOI: https://doi.org/10.1007/s00018-015-2083-z

45. Chambers E.S., Viardot A., Psichas A. Morrison D.J., Murphy K.G., Zac-Varghese S.E.R., et al. Effects of targeted delivery of propionate to the human colon on appetite regulation, body weight maintenance and adiposity in overweight adults. Gut. 2015; 64 (11): 1744-54. DOI: https://doi.org/10.1136/gutjnl-2014-307913

46. Frost G., Sleeth M.L., Sahuri-Arisoylu M. Lizarbe B., Cerdan S., Brody L., et al. The short-chain fatty acid acetate reduces appetite via a central homeostatic mechanism. Nat Commun. 2014; 5: 3611. DOI: https://doi.org/10.1038/ncomms4611

47. Beck E.J., Tapsell L.C., Batterham M.J., Tosh S.M., Huang X.-F. Increases in peptide Y-Y levels following oat beta-glucan ingestion are dose-dependent in overweight adults. Nutr Res. 2009; 29 (10): 705-9. DOI: https://doi.org/10.1016/j.nutres.2009.09.012

48. Beck E.J., Tosh S.M., Batterham M.J., Tapsell L.C., Huang X.-F. Oat β-glucan increases postprandial cholecystokinin levels, decreases insulin response and extends subjective satiety in overweight subjects. Mol Nutr Food Res. 2009; 53 (10): 1343-51. DOI: https://doi.org/10.1002/mnfr.200800343

49. Miyamoto J., Watanabe K., Taira S., Kasubuchi M., Li X., Irie J., et al. Barley β-glucan improves metabolic condition via short-chain fatty acids produced by gut microbial fermentation in high fat diet fed mice. PLoS One. 2018; 13 (4): e0196579. DOI: https://doi.org/10.1371/journal.pone.0196579

50. Huang X-F., Yu Y., Beck E.J., South T., Li Y., Batterham M.J., et al. Diet high in oat β-glucan activates the gut-hypothalamic (PYY3-36-NPY) axis and increases satiety in diet-induced obesity in mice. Mol Nutr Food Res. 2011; 55 (7): 1118-21. DOI: https://doi.org/10.1002/mnfr.201100095

51. Karhunen L.J., Juvonen K.R., Huotari A., Purhonen A.K., Herzig K.H. Effect of protein, fat, carbohydrate and fibre on gastrointestinal peptide release in humans. Regul Pept. 2008; 149 (1-3): 70-8. DOI: https://doi.org/10.1016/j.regpep.2007.10.008

52. Vitaglione P., Lumaga R.B., Stanzione A., Scalfi L., Fogliano V. beta-Glucan-enriched bread reduces energy intake and modifies plasma ghrelin and peptide YY concentrations in the short term. Appetite. 2009; 53 (3): 338-44. DOI: https://doi.org/10.1016/j.appet.2009.07.013

53. Lumaga R.B., Azzali D., Fogliano V., Scalfi L., Vitaglione P. Sugar and dietary fibre composition influence, by different hormonal response, the satiating capacity of a fruit-based and a β-glucan-enriched beverage. Food Funct. 2012; 3 (1): 67-75. DOI: https://doi.org/10.1039/c1fo10065c

54. Delzenne N.M., Cani P.D., Neyrinck A.M. Modulation of glucagon-like peptide 1 and energy metabolism by inulin and oligofructose: experimental data. J Nutr. 2007; 137 (suppl 11): 2547S-51S. DOI: https://doi.org/10.1093/jn/137.11.2547S

55. Brooks L., Viardot A., Tsakmaki A., Stolarczyk E., Howard J.K., Cani P.D., et al. Fermentable carbohydrate stimulates FFAR2-dependent colonic PYY cell expansion to increase satiety. Mol Metab. 2017; 6 (1): 48-60. DOI: https://doi.org/10.1016/j.molmet.2016.10.011

56. Nilsson U., Nyman M. Short-chain fatty acid formation in the hindgut of rats fed oligosaccharides varying in monomeric composition, degree of polymerization and solubility. Br J Nutr. 2005; 94 (5): 705-13. DOI: https://doi.org/10.1079/bjn20051531

57. Cani P.D., Hoste S., Guiot Y., Delzenne N.M. Dietary non-digestible carbohydrates promote L-cell differentiation in the proximal colon of rats. Br J Nutr. 2007; 98 (1): 32-7. DOI: https://doi.org/10.1017/S0007114507691648

58. Cani P.D., Dewever C., Delzenne N.M. Inulin-type fructans modulate gastrointestinal peptides involved in appetite regulation (glucagon-like peptide-1 and ghrelin) in rats. Br J Nutr. 2004; 92 (3): 521-6.

59. Adam C.L., Williams P.A., Dalby M.J., Garden K., Thomson L.M., Richardson A.J., et al. Different types of soluble fermentable dietary decrease food intake, body weight gain and adiposity in young adult male rats. Nutr Metab. 2014; 11: 36. DOI: https://doi.org/10.1186/1743-7075-11-36

60. Belobrajdic D.P., Jenkins C.L.D., Christophersen C.T., Bird A.R. Cereal fructan extracts alter intestinal fermentation to reduce adiposity and increase mineral retention compared to oligofructose. Eur J Nutr. 2019; 58 (7): 2811-21. DOI: https://doi.org/10.1007/s00394-018-1830-y

61. Verhoef S.P.M, Meyer D., Westerterp K.R. Effects of oligofructose on appetite profile, glucagon-like peptide 1 and peptide YY3-36 concentrations and energy intake. Br J Nutr. 2011; 106 (11): 1757-62. DOI: https://doi.org/10.1017/S0007114511002194

62. Parnell J.A., Reimer R.A. Weight loss during oligofructose supplementation is associated with decreased ghrelin and increased peptide YY in overweight and obese adults. Am J Clin Nutr. 2009; 89 (6): 1751-59. DOI: https://doi.org/10.3945/ajcn.2009.27465

63. Daud N.M., Ismail N.A., Thomas E.L., Fitzpatrick J.A., Bell J.D., Swann J.R., et al. The impact of oligofructose on stimulation of gut hormones, appetite regulation and adiposity. Obesity (Silver Spring). 2014; 22 (6): 1430-8. DOI: https://doi.org/10.1002/oby.20754

64. Pedersen C., Lefevre S., Peters V., Patterson M., Ghatei M.A., Morgan L.M., et al. Gut hormone release and appetite regulation in healthy non-obese participants following oligofructose intake. A dose-escalation study. Appetite. 2013; 66: 44-53. DOI: https://doi.org/10.1016/j.appet.2013.02.017

65. Savastano D.M., Hodge R.J., Nunez D.J., Walker A., Kapikian R. Effect of two dietary fibers on satiety and glycemic parameters: a randomized, double-blind, placebo-controlled, exploratory study. Nutr J. 2014; 13: 45. DOI: https://doi.org/10.1186/1475-2891-13-45

66. Jiang T., Gao X., Wu C., Tian A., Lei Q., Bi J., et al. Apple-derived pectin modulates gut microbiota, improves gut barrier function, and attenuates metabolic endotoxemia in rats with diet-induced obesity. Nutrients. 2016; 8 (3): 126. DOI: https://doi.org/10.3390/nu8030126

67. Adam C.L., Gratz S.W., Peinado D.I., Thomson L.M., Garden K.E., Williams P.A., et al. Effects of dietary fibre (pectin) and/or increased protein (casein or pea) on satiety, body weight, adiposity and caecal fermentation in high fat diet-induced obese rats. PLoS One. 2016; 11 (5): е0155871. DOI: https://doi.org/10.1371/journal.pone.0155871

68. Adam C.L., Williams P.A., Garden K.E., Thomson L.M., Ross. A.W. Dose-dependent effects of a soluble dietary fibre (pectin) on food intake, adiposity, gut hypertrophy and gut satiety hormone secretion in rats. PLoS One. 2015; 10 (1): e0115438 https://doi.org/10.1371/journal.pone.0115438

69. Shimada R., Yoshimura M., Murakami K., Ebihara K. Plasma concentrations of GLP-1 and PYY in rats fed dietary fiber depend on the fermentability of dietary fiber and respond to an altered diet. Int J Clin Nutr Diet. 2015; 1 (1): 103. DOI: https://doi.org/10.15344/2456-8171/2015/103

70. Rao T.P. Role of guar fiber in appetite control. Physiol Behav. 2016; 164 (pt A): 277-83. DOI: https://doi.org/10.1016/j.physbeh.2016.06.014

71. Wang Z.Q., Zuberi A.R., Zhang X.H. Macgowan J., Qin J., Ye X., et al. Effects of dietary fibers on weight gain, carbohydrate metabolism and gastric ghrelin gene expression in mice fed a high-fat diet. Metabolism. 2007; 56 (12): 1635-42. DOI: https://doi.org/10.1016/j.metabol.2007.07.004

72. Karhunen L.J., Juvonen K.R., Flander S.M., Liukkonen K.-H., Lähteenmäki L., Siloaho M., et al. A psyllium fiber-enriched meal strongly attenuates postprandial gastrointestinal peptide release in healthy young adults. J Nutr. 2010; 140 (4): 737-44. DOI: https://doi.org/10.3945/jn.109.115436

73. Burton-Freeman B., Liyanage D., Rahman S., Edirisinghe I. Ratios of soluble and insoluble dietary fibers on satiety and energy intake in overweight pre- and postmenopausal women. Nutr Healthy Aging. 2017; 4 (2): 157-68. DOI: https://doi.org/10.3233/NHA-160018

74. DeMartino P., Cockburn D.W. Resistant starch: impact on the gut microbiome and health. Curr Opin Biotechnol. 2020; 61: 66-71. DOI: https://doi.org/10.1016/j.copbio.2019.10.008

75. Zhou J., Martin R.J., Raggio A.M., Chen L., McCutcheon K., Keenan M.J. The importance of GLP-1 and PYY in resistant starch’s effect on body fat in mice. Mol Nutr Food Res. 2015; 59 (5): 1000-3. DOI: https://doi.org/10.1002/mnfr.201400904

76. So P.-W., Yu W.-S, Kuo Y.-T., Wasserfall C., Goldstone A.P., Bell J.D., et al. Impact of resistant starch on body fat patterning and central appetite regulation. PLoS One. 2007; 2 (12): e1309. DOI: https://doi.org/10.1371/journal.pone.0001309

77. Maziarz M.P., Preisendanz S., Juma S., Imrhan V., Prasad C., Vijayagopal P. Resistant starch lowers postprandial glucose and leptin in overweight adults consuming a moderate-to-high-fat diet: a randomized-controlled trial. Nutr J. 2017; 16 (1): 14. DOI: https://doi.org/10.1186/s12937-017-0235-8

78. Sandberg J.C., Björck I.M.E., Nilsson A.C. Effects of whole grain rye, with and without resistant starch type 2 supplementation, on glucose tolerance, gut hormones, inflammation and appetite regulation in an 11-14.5 hour perspective; a randomized controlled study in healthy subjects. Nutr J. 2017; 16 (1): 25. DOI: https://doi.org/10.1186/s12937-017-0246-5

79. Odunsi S.T., Vázquez-Roque M.I., Camilleri M., Papathanasopoulos A., Clark M.M., Wodrich L., et al. Effect of alginate on satiation, appetite, gastric function and selected gut satiety hormones in overweight and obesity. Obesity. 2010; 18 (8): 1579-84. DOI: https://doi.org/10.1038/oby.2009.421

80. Jensen M.G., Knudsen J.C., Viereck N., Kristensen M., Astrup A. Functionality of alginate based supplements for application in human appetite regulation. Food Chem. 2012; 132 (2): 823-29. DOI: https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2011.11.042

All articles in our journal are distributed under the CC BY-NC-ND 4.0 (Creative Commons Attribution-NonCommercial-NoDerivatives 4.0 International)

© GEOTAR-Media Publishing Group. The use of textual and illustrative content from this publication for the training of any artificial intelligence systems - including machine learning models and neural networks - is strictly prohibited without the prior written consent of the copyright holder.