Proteases for obtaining of food protein hydrolysates from proteinaceous by-products

• Elena V. Kostyleva
• Anna S. Sereda
• Irina A. Velikoretskaya
• Elena I. Kurbatova
• Nina V. Tsurikova

Abstract

Due to the increasing shortage of food protein in the world, the most effective and complete use of proteinaceous substrates is an urgent task. The most promising way to utilize secondary protein-containing raw materials is to increase its nutritional value through enzymatic hydrolysis. The use of protein hydrolysates obtained from protein-containing by-products has great potential in various areas of the food industry, as well as in the production of foods for medical and special dietary uses.

The aim of the research was to propose optimal methods for processing protein substrates to obtain hydrolysates with desired properties, taking into account the characteristics of the main types of proteinaceous by-products and the specificity of proteases used.

Material and methods. We used the data contained in PubMed, WoS, Scopus, and eLIBRARY.RU databases, which meet the requirements of scientific reliability and completeness.

Results. Collagen-containing wastes from the meat, poultry and fish processing industries, whey, soy protein and gluten are the main types of protein-containing by-products successfully used to produce food and functional hydrolysates. The molecular structure, basic biological and physico-chemical properties of collagen, whey proteins, various protein fractions of wheat gluten and soy protein are described. The expediency of enzymatic treatment of protein-containing by-products using proteases is shown to reduce antigenicity and eliminate anti-nutritional properties, improve nutritional, functional, organoleptic and bioactive properties for subsequent use in food production, including those for medical and special dietary uses. Information is presented on the classification of proteolytic enzymes, their main properties, and the effectiveness of their use in the processing of various types of proteinaceous by-products.

Conclusion. Based on the literature data analysis, the most promising methods for obtaining food protein hydrolysates from secondary protein-containing raw materials are proposed, including pretreatment of substrates and the selection of proteolytic enzymes with a certain specificity.

Keywords:collagen; soy protein; whey4 gluten4 proteases; hydrolysates

References

1. Giro T.M., Starshinov R.V. Processing technology of non-food raw materials of animal origin. In: The Best Available Technologies. Application in Various Industries. Moscow: Pero, 2017: 130–3. (in Russian)

2. Jayathilakan K., Sultana K., Radhakrishna K., Bawa A.S. Utilization of byproducts and waste materials from meat, poultry and fish processing industries: a review. J Food Sci Technol. 2012; 49 (3): 278–93. DOI: https://doi.org/10.1007/s13197-011-0290-7

3. Mora L., Toldra-Reig F., Reig M., Toldrá F. Possible Uses of Processed Slaughter Byproducts. In: C.M. Galanakis (ed.). Sustainable Meat Production and Processing. London: Academic Press, 2019: 145–60. DOI: https://doi.org/10.1016/B978-0-12-814874-7.00008-0 ISBN 9780128148747

4. León-López A., Morales-Peñaloza A., Martínez-Juárez V.M., Vargas-Torres A., Zeugolis D.I., Aguirre-Álvarez G. Hydrolyzed collagen-sources and applications. Molecules. 2019; 24 (22): 4031. DOI: https://doi.org/10.3390/molecules24224031

5. Gulevsky A.K., Shcheniavsky I.I. Collagen: structure, metabolism, production and industrial application. Biotechnol Acta. 2020; 13 (5): 42–61. https://doi.org/10.15407/biotech13.05.042

6. Hong G.P., Min S.G., Jo Y.J. Anti-oxidative and anti-aging activities of porcine by-product collagen hydrolysates produced by commercial proteases: effect of hydrolysis and ultrafiltration. Molecules. 2019; 24 (6): 1104. DOI: https://doi.org/10.3390/molecules24061104

7. Bhagwat P.K., Dandge P.B. Collagen and collagenolytic proteases: A review. Biocatal Agric Biotechnol. 2018; 15: 43–55. DOI: https://doi.org/10.1016/j.bcab.2018.05.005

8. Vidal A.R., Ferreira T.E., Mello R.D.O., Schmidt M.M., Kubota E.H., Demiate I.M., et al. Effects of enzymatic hydrolysis (Flavourzyme^®) assisted by ultrasound in the structural and functional properties of hydrolyzates from different bovine collagens. Food Sci Technol. 2018; 38 (suppl 1): 103–8. DOI: https://doi.org/10.1590/fst.16717

9. Pakbin B., Allahyari S., Dibazar S.P., Brück W.M., Vahidi R., Mahmoudi R., et al. Production of bovine collagen hydrolysate with antioxidant activity; optimized by response surface methodology. Sci Pharm. 2022; 90 (4): 62. DOI: https://doi.org/10.3390/scipharm90040062

Протеолитические ферменты, используемые для получения белковых гидролизатов

Классификация протеаз

Протеазы, или пептидгидролазы, катализируют гидролиз белков и пептидов за счет расщепления пептидных связей. По типу катализируемых реакций протеазы объединены в 2 большие группы: экзопептидазы, расщепляющие пептидную связь только в концевых областях полипептида, и эндопептидазы, действующие на связи внутри полипептидной цепи [48, 49].

Экзопептидазы

Экзопептидазы делят на карбокси-, амино- и дипептидазы. Карбоксипептидазы действуют на С-конец полипептидной цепи с высвобождением отдельных аминокислот или дипептидов. Аминопептидазы действуют на свободный N-конец полипептидной цепи, высвобождая свободные аминокислоты, ди- и трипептиды. Специфичность аминопептидаз определяется способностью гидролизовать кислые, основные или нейтральные N-концевые остатки. Дипептидазы специфично расщепляют пептидные связи на свободные аминокислоты только в дипептидах [45, 48].

Одной из наиболее известных и широко применяемых экзопептидаз является лейцинаминопептидаза (LAP), которая предпочтительно катализирует гидролиз остатков лейцина с аминоконца белковых или пептидных субстратов. LAP являются цинк-зависимыми металлопептидазами. Поскольку интенсивность горечи пептида пропорциональна количеству гидрофобных аминокислот на его N-конце, LAP используют для удаления единичных или пары гидрофобных аминокислот с N-конца полипептидной цепи при устранении горечи белковых гидролизатов. LAP также усиливают вкус за счет высвобождения аминокислот, придают характерный вкус тесту, мясу и сыру [45].

Эндопептидазы

По структуре каталитического центра эндопептидазы делят на сериновые, цистеиновые (или тиоловые), аспартатные, треониновые и металлопротеазы [48].

Для сериновых эндопептидаз (КФ 3.4.21) характерно наличие в каталитическом центре триады аминокислот: серин, аспарагиновая кислота и гистидин. К этому подподклассу относятся многие протеазы животного происхождения (химотрипсин, трипсин, эластаза и др.) и ряд промышленно значимых микробных протеаз (субтилизин BPN’ из Bacillus amyloliquefaciens, субтилизин Карлсберг, синтезируемый B. licheniformis, оризин грибов рода Aspergillus). Сериновые протеазы, как правило, активны в нейтральной и щелочной зоне рН, проявляют широкую субстратную специфичность. Их ММ варьируют от 18 до 35 кДа. Некоторые сериновые протеазы обладают способностью к гидролизу жестких, фибриллярных молекул нерастворимых структурообразующих белков, таких как кератин и коллаген. Серин активного центра большинства сериновых протеаз ингибируется диизопропилфторфосфатом и фенилметансульфонилфторидом [48-50].

Цистеиновые протеазы (КФ 3.4.22) содержат в активном центре остатки цистеина и гистидина, обусловливающие их каталитическую активность, и, как правило, имеют слабокислый или нейтральный рН-оптимум, чувствительны к сульфгидрильным ингибиторам. К цистеиновым относится ряд важных протеаз растительного происхождения, таких как папаин, фицин, бромелаин, химопапаин. ММ цистеиновых протеаз составляет 21-30 кДа. Они катализируют гидролиз пептидных, амидных и ряда сложноэфирных связей, характеризуются высокой протеолитической активностью по отношению к широкому спектру белковых субстратов [48, 50].

Треониновые протеазы (КФ 3.4.25) гидролизуют пептидную связь с участием N-концевого остатка треонина и на данный момент не имеют промышленного применения [48].

В подподкласс кислых аспартатных протеаз (КФ 3.4.23) входят эндопептидазы, каталитическая активность которых обусловлена присутствием карбоксильных групп аспарагина в активном центре. К аспартатным протеазам относят ряд гомологичных протеаз: пепсин, химозин, ренин, катепсин D и родственные ферменты. За исключением ренина, оптимум их активности находится в зоне кислых рН, ММ варьируют от 30 до 45 кДа. Аспартатные протеазы обратимо ингибируются пепстатином. Наиболее известная аспартатная протеаза - пепсин - характеризуется широкой субстратной специфичностью, расщепляет пептидные связи между гидрофобными аминокислотными остатками, в первую очередь ароматическими - тирозином, триптофаном и фенилаланином [48, 50].

Металлоэндопептидазы, или металлопротеазы, (КФ 3.4.24) содержат в активном центре катионы двухвалентных металлов, чаще всего ионы Zn²⁺, но в ряде случаев Mg²⁺, Mn²⁺, Co²⁺, Ca²⁺, некоторые содержат Ni²⁺ или Cu²⁺. Встречаются как нейтральные металлопротеазы с оптимумом активности при рН 7,0-8,0, проявляющие специфичность к гидрофобным аминокислотам, так и щелочные с рН-оптимумом 9,0 и более широкой субстратной специфичностью. ММ металлопротеаз находится в пределах 35 кДа. Металлопротеазы ингибируются хелатирующими агентами (ЭДТА), но не реагируют на сульфгидрильные агенты или ингибиторы сериновых протеаз фенилметансульфонилфторид и диизопропилфторфосфат. Наиболее широко используют металлопротеазами являются термолизин, бациллолизин и коллагеназа [48, 51].

Особое значение при получении гидролизатов из коллагенсодержащего сырья имеют некоторые сериновые и металлопротеазы, обладающие коллагеназной активностью [7].

Известны пролилспецифичные пептидазы, способные гидролизовать пептидные связи вблизи пролина и расщеплять глютен. Их синтезируют грибные (A. niger, A. oryzae, A. usamii, F. graminearum) или бактериальные продуценты (Pseudomonas aeruginosa, Bacillus sp., Bifidobacterium sp., Lactobacillus sp. и др.). Пептидазы на основе A. niger, A. oryzae, A. usamii и F. graminearum допущены к применению в пищевой промышленности. Большинство пролилспецифичных пептидаз являются экзопептидазами, которые эффективны при гидролизе глютена только в сочетании с эндопротеазами, например субтилизин-подобными или цистеиновыми [49].

Ферментные препараты, используемые для гидролиза белоксодержащего сырья

Протеазы животного происхождения

Наиболее известные протеолитические препараты животного происхождения, широко используемые в технологических процессах и ряде научных исследований, - пепсин, трипсин, химотрипсин, панкреатин.

В состав панкреатина, получаемого из поджелудочной железы свиней, входят трипсин, химотрипсин в форме проферментов и карбоксипептидаза, ферменты липолитического и амилолитического действия. Также из поджелудочной железы отдельно выделяют сериновые протеазы трипсин и химотрипсин. Трипсин избирательно гидролизует связи, образованные карбоксильными группами основных аминокислот аргинина и лизина, но не обладает коллагеназной активностью. Он чувствителен к действию ингибиторов сериновых протеаз, вырабатываемых поджелудочной железой и содержащихся в соевых бобах. Химотрипсин имеет более широкую специфичность, чем трипсин, гидролизует пептидные, амидные и сложноэфирные связи. При воздействии химотрипсина на субстрат образуются относительно низкомолекулярные пептиды. Он не способен гидролизовать коллаген [50, 52].

Из сычуга жвачных животных выделяют аспартатную протеазу пепсин (в форме пепсиногена), способную расщеплять широкий спектр нативных белков. Пепсин действует на субстраты медленнее, чем другие протеазы. Не расщепляет кератин и продукты гидролиза белков с низкой ММ [50, 53].

Из поджелудочной железы сельскохозяйственных животных выделяют коллагеназу (КФ 3.4.24.7), способную расщеплять связи, образованные остатками пролина. Коллагеназа животных обеспечивает расщепление коллагена на 75-85%, но не действует на альбумин, казеин и желатин, что говорит о высокой субстратной специфичности этого фермента. Коллагеназа устойчива только при 4 °С и рН 6,5-7,8. При повышении температуры до 18-20 °С через 1 сут полностью теряет активность. Коллагеназы также получают из внутренностей рыб [7].

В настоящее время основным животным сырьем для производства протеолитических ферментных препаратов, содержащих коллагеназу, являются железы желудочно-кишечного тракта сельскохозяйственных животных, внутренние органы рыбы, камчатского краба. Так, известен препарат "Коллагеназа пищевая" (ТУ 9281-004-11734126-00, ЗАО "Биопрогресс", Щелково Московской обл., Россия), получаемый из гепатопанкреаса камчатского краба Paralithodes camtschatica [54]. Из мышечного желудка кур производят ферментный препарат (ФП) "Протепсин" (ЗАО "Завод эндокринных ферментов", пос. Ржавки, Москва, Россия), который включает комплекс кислых аспартатных протеаз (катепсины), обладает коллагеназной активностью и рекомендуется для обработки мясного сырья и продуктов его переработки [54, 55].

Протеазы растительного происхождения

Из протеаз растительного происхождения наиболее широко применяют папаин, фицин и бромелаин. Растительные протеазы имеют широкую субстратную специфичность, обеспечивают глубокое расщепление большинства белков как растительного, так и животного происхождения.

Так, цистеиновая протеаза папаин, получаемый из латекса (млечного сока) плодов папайи, гидролизует казеин, желатин, коллаген, эластин, глобулин, фибрин и другие растительные и животные белки. Папаин предпочтительно расщепляет связи рядом с остатками фенилаланина, валина и лейцина. Бромелаин и фицин более интенсивно гидролизуют актомиозин (мышечный белок) по сравнению с трипсином и химотрипсином, расщепляют денатурированный коллаген и нативный эластин [50, 55].

Протеазы микробного происхождения

Предпочтительными источниками для получения ферментных препаратов являются микробные продуценты благодаря их высокой продуктивности, относительно небольшим затратам на культивирование и получение готовых форм препаратов, а также возможности получать ферменты, обладающие необходимыми свойствами для конкретных технологических процессов [49].

В пищевой промышленности для получения белковых гидролизатов широко используют препараты, производимые компанией Novozymes A/S (Дания). Алкалаза - препарат щелочной сериновой протеазы субтилизин Карлсберг, получаемый при глубинной ферментации штамма B. licheniformis. Нейтраза - препарат цинк-зависимой металлопротеазы бациллолизин, полученный путем глубинной ферментации штамма B. amyloliquefacience. Протамекс - комплекс нейтральных и щелочных протеаз B. amyloliquefacience и B. licheniformis [56-58]. К наиболее известным препаратам бактериальных протеаз для пищевой промышленности относится также Corolase 7089 (AB Enzymes GmbH, Германия) - ФП нейтральной и сериновой протеазы B. subtilis [57].

В России выпускают ФП Протосубтилин (ОАО "Сиббиофарм", Россия) - препарат субтилизина BPN’ и металлопротеазы на основе штамма B. subtilis, предназначенный для применения в кормопроизводстве [59].

В ряде исследований по получению белковых гидролизатов успешно использовали термолизин - термостабильную цинк-зависимую протеазу B. thermoproteolyticus [60]. Выпускается ФП Corolase 2TS (AB Enzymes GmbH, Германия) - термостабильная, нейтральная эндопептидаза (термолизин) B. stearothermophilus [58, 61].

Флавозим - комплексный препарат грибных протеаз на основе штамма A. oryzae ATCC 42149/RIB 40. В состав флавозима входят щелочная сериновая эндопептидаза, 2 нейтральные эндопептидазы, 2 дипептидилпептидазы и 2 лейцинаминопептидазы. Ключевым компонентом флавозима считают лейцинаминопептидазу, по активности которой оценивают и дозируют ФП. В большинстве случаев флавозим применяют в сочетании с препаратами бактериальных эндопротеаз для получения глубоких гидролизатов с удовлетворительными органолептическими свойствами, которые можно использовать в качестве вкусовых добавок. Применение флавозима также позволяет получить биоактивные пептиды, обладающие антиоксидантными и АПФ-ингибирующими свойствами [60, 62]. В качестве источников лейцинаминопептидазы также применяют препараты Corolase LAP (AB Enzymes GmbH, Германия) и Kojizyme 500 MG (Novozymes A/S, Дания), получаемые на основе мицелиальных грибов рода Aspergillus [63, 64].

Эффективность применения ферментных препаратов протеолитического действия при обработке различных видов белоксодержащих отходов

Выбор протеолитических ферментов для получения белковых гидролизатов зависит от вида целевого продукта, в частности, требуемой степени гидролиза (СГ) субстрата и условий гидролиза. Гидролизаты обычно классифицируют по СГ на частичные и глубокие. Частичный (ограниченный) гидролиз белков применяют для улучшения функциональных свойств белков в пищевой промышленности, в то время как глубокие гидролизаты в основном используются в специализированном и лечебном питании [29]. Также выбор фермента определяется структурой белкового субстрата. Например, если белок характеризуется высоким содержанием гидрофобных аминокислот, то для его гидролиза следует выбирать протеазу, которая предпочтительно расщепляет пептидные связи между гидрофобными аминокислотами [65]. При выборе штамма-продуцента протеолитических ферментов необходимо учитывать требования ТР ТС 029/2012 (приложение 26), в котором перечислены все микроорганизмы-продуценты, допущенные для использования при производстве пищевой продукции.

Гидролиз коллагенсодержащего вторичного сырья

Вторичное сырье мясной отрасли

В исследованиях по гидролизу коллагенсодержащего сырья успешно применяют такие препараты, как алкалаза, папаин, α-химотрипсин, нейтраза, протамекс, пепсин, флавозим, трипсин, Pronase E, коллагеназа, бромелаин и др. [6, 66].

При гидролизе коллагена шкур наиболее эффективны оказались препараты сериновых протеаз - алкалаза, трипсин, при этом максимальную СГ обеспечила алкалаза. Гидролизаты, полученные с помощью сериновых протеаз, обладали оптимальными физико-химическими характеристиками, проявляли высокую антиоксидантную и АПФ-ингибиторную активность [6, 67-69]. Протамекс, нейтраза и цистеиновые протеазы (папаин, бромелаин) гидролизовали коллаген шкур менее интенсивно. Наименьшей способностью к гидролизу коллагена характеризовался пепсин. Применение флавозима при гидролизе свиных шкур позволило получить высокий выход свободных аминокислот, однако даже после длительного гидролиза не обеспечило расщепления основных белков. Таким образом, препараты щелочной сериновой протеазы, прежде всего бактериальный ФП алкалаза, проявляли более высокую гидролитическую активность по отношению к коллагену шкур по сравнению с другими видами протеаз [6, 67]. Сравнение эффективности различных ФП бактериальных эндопептидаз (алкалаза, нейтраза, протамекс, опытные препараты нейтральной и сериновой протеазы на основе штаммов B. subtilis и B. licheniformis) при гидролизе говяжьего коллагена также показало, что сериновые протеазы более интенсивно гидролизуют субстрат нежели нейтральные [70].

Сравнение способности коллагеназы из гепатопанкреаса камчатского краба, ФП Мегатерин Г10х (металлопротеаза для мясной отрасли на основе B. megaterium), протосубтилина и протеиназы B. pumilus к гидролизу говяжьих жил после замораживания показало, что наиболее интенсивное накопление продуктов гидролиза происходит при использовании ФП Мегатерин Г10х и коллагеназы [71].

Пролилспецифичная эндопептидаза Aspergillus niger - ФП Clarex^TM (DSM, США), предназначенная для пивоварения, успешно гидролизовала желатин свиных шкур с образованием большого количества пептидов, содержащих С-концевой пролин, обладающих высокой АПФ-ингибиторной активностью [72].

Алкалаза и коллагеназа эффективно гидролизовали различные виды нативного коллагена в отличие от других видов протеаз, которым для интенсивного гидролиза требовалась предобработка субстратов микроволновым излучением, ультразвуком, высоким давлением, кипячением, раствором фосфорной кислоты [73, 74].

При гидролизе побочных продуктов птицепереработки (трахеи цыпленка, куриный коллаген, продукты обвалки птицы) максимальные значения СГ, растворимости и выхода белка обеспечивала алкалаза, на 2-м месте по эффективности оказался протамекс [61, 75, 76]. Применение термолизина (ФП Corolase 2TS) также было достаточно эффективно и обеспечило максимальный выход АПФ-ингибирующих пептидов [61].

Оптимальным способом получения из побочных продуктов птицепереработки гидролизатов, обладающих биоактивными свойствами, оказалось совместное или последовательное применение сериновых протеаз с флавозимом [76, 77].

Вторичное сырье переработки рыбы

Для получения гидролизатов из отходов переработки рыбы используют широкий ассортимент протеаз из различных источников. Так, флавозим, алкалазу, нейтразу, бромелаин, папаин и трипсин успешно применяли для получения биоактивных пептидов из желатина кожи тилапии. Все исследуемые протеазы обеспечили высокую АПФ-ингибирующую активность гидролизатов. Максимальная антиоксидантная активность отмечена в вариантах с флавозимом, трипсином и алкалазой. Гидролиз бромелаином позволил получить пептиды с наибольшей способностью хелатировать ионы двухвалентного железа [78, 79]. Гидролизаты кожи брюшины желтоперого тунца, полученные с помощью алкалазы, обладали более сильными антиоксидантными свойствами, чем варианты с протамексом, нейтразой и флавозимом [78, 80]. Высокой антимикробной активностью обладали пептиды, полученные с помощью протамекса из внутренностей атлантической скумбрии, а также из голов, скелетов и внутренностей тилапии. Флавозим использовали для получения из кожи атлантического лосося и тилапии пептидов, обладающих антидиабетической активностью. Пептиды, обладающие иммуномодуляторной и противовоспалительной активностью, получали с помощью алкалазы из желатина кожи азиатского морского окуня и грудного плавника лосося [16, 81]. При гидролизе обезжиренных хребтов лосося различными коммерческими ФП все полученные гидролизаты обладали антиоксидантной и АПФ-ингибиторной активностью. В вариантах обработки трипсином, протамексом и комбинацией бромелаин + папаин наблюдалась максимальная АПФ-ингибиторная, антиоксидантная и антидиабетическая активность соответственно [78].

При гидролизе побочных продуктов переработки атлантического лосося СГ в вариантах с ФП, содержащими сериновые протеазы (алкалаза, Protex 7L, Promod 671L), была выше, чем при использовании ФП нейтральных протеаз (нейтраза, Corolase 7089) [82]. Алкалаза была наиболее эффективна по сравнению с другими протеазами при получении низкомолекулярных пептидов, в том числе обладающих антиоксидантными свойствами, из желатина кожи амурского осетра, гигантского сома, морского окуня, минтая, тилапии, карпа, скелетов и кожи лосося, голов и кожи тунца и др. [16, 83]. Применение алкалазы при гидролизе кожи нильского окуня, белого амура и нильской тилапии обеспечило получение всех необходимых функциональных свойств гидролизатов (растворимость, эмульгирующая и пенообразующая способность) для применения в пищевой промышленности [84].

При гидролизе белков рыбы часто образуются горькие пептиды, что требует применения препаратов, обладающих одновременно эндо- и экзопептидазной активностью, таких как флавозим [47].

Гидролиз белков молочной сыворотки

Основные белки молочной сыворотки характеризуются компактной глобулярной структурой, которая определяет их относительную устойчивость к протеолизу и требует тщательного подбора высокоактивных ферментов и условий предварительной обработки субстрата для повышения СГ, выхода низкомолекулярных и биоактивных пептидов и снижения антигенности [29, 85].

Согласно исследованиям Т.Н. Головач и В.П. Курченко, основные сывороточные белки (α-ЛА и β-ЛГ) наиболее интенсивно гидролизуют препараты, содержащие сериновые протеазы, - трипсин, алкалазу и, в меньшей степени, протосубтилин. Также высокую эффективность при гидролизе концентрата сывороточных белков (КСБ) демонстрирует ФП термостабильной металлопротеазы - термолизин. Несколько менее эффективно действуют нейтраза, флавозим и папаин. Пепсин полностью расщеплял α-ЛА, но не действовал на β-ЛГ. Гидролиз БСА, наоборот, наблюдался только при использовании пепсина. СГ белков молочной сыворотки исследуемыми препаратами убывала в последовательности: термолизин > трипсин > алкалаза > нейтраза > протосубтилин > папаин > пепсин. Максимальное снижение остаточной антигенности в гидролизатах обеспечивало совместное использование трипсина и алкалазы. Термоденатурация субстрата приводила к значительному увеличению количества прогидролизованного алкалазой белка. После тепловой обработки при 80-90-97 °С α-ЛА и БСА гидролизовались практически полностью [85]. Гидролиз β-ЛГ нейтральной протеазой S (Amano Enzyme Inc., Япония) и трипсином способствовал образованию большого количества пептидов, обладающих гипотензивными и антиоксидантными свойствами, в то время как пепсин проявлял наименьшую активность в отношении КСБ [86]. Применение алкалазы обеспечило максимальные СГ, растворимость и накопление низкомолекулярных пептидов при гидролизе концентрата молочных белков в сравнении с протамексом и флавозимом [87]. Гидролизаты сывороточных белков, полученные с помощью субтилизина, проявляли более высокую антиоксидантную активность, чем при использовании нейтразы или протамекса. Субтилизин также обеспечил более высокую железовосстанавливающую способность гидролизатов КСБ в сравнении с трипсином, пепсином или флавозимом [88]. Для гидролиза молочных белков успешно использовался ФП Debitrase HYW20 (Biocatalysts Ltd, Великобритания), полученный из A. oryzae и Bacillus spp. и содержащий, помимо бактериальных протеаз, лейцинаминопептидазу и дипептидиламинопептидазу, расщепляющие связи около остатков пролина [89].

Алкалаза, флавозим и трипсин обеспечивали полное расщепление всех основных белков КСБ после предварительной термообработки в течение 10 мин при 100 °C. В гидролизатах, полученных с помощью папаина, наблюдались остаточные количества β-ЛГ и α-ЛА. Максимальные СГ и содержание пептидов, обладающих железосвязывающими свойствами, наблюдались в варианте с алкалазой [90]. Гидролиз КСБ, предобработанного микроволновым излучением, с помощью алкалазы, нейтразы, проназы (металлоэндопептидаза миколизин Streptomyces griseus), химотрипсина, папаина, Corolase 7089 и Corolase PN-L 100 (грибная сериновая протеаза оризин) обеспечил эффективное расщепление всех сывороточных белков [91]. Микроволновая или ультразвуковая предобработка повышала эффективность гидролиза КСБ алкалазой, трипсином, нейтразой, щелочной протеазой оризин и флавозимом. Все виды предобработки приводили к повышению степени горечи в гидролизатах, за исключением гидролизатов, полученных с помощью флавозима и оризина. Образцы, обработанные микроволновым излучением, имели более высокие показатели горечи, чем при использовании ультразвука [92].

Существенному снижению антигенности белков молочной сыворотки способствовало комбинирование различных ФП. Так, последовательная обработка сывороточных белков алкалазой и папаином значительно снижала их иммунную реактивность и улучшала органолептические свойства гидролизатов. Смеси трипсин-папаин и трипсин-нейтраза оказались наиболее эффективными для удаления из гидролизатов β-ЛГ [29]. Следует отметить, что для устранения антигенных свойств молочных белков требуется сочетание ферментативного гидролиза с технологией мембранной ультрафильтрации и/или нанофильтрации [27].

Ферментативная обработка растительного белоксодержащего сырья

Соевый белок

Для снижения антигенности соевого белка используют ферментативный гидролиз в сочетании с различными физико-химическими способами предобработки, позволяющими увеличить доступность молекул глицинина и β-конглицинина для действия протеаз [33, 93].

Изучение процесса гидролиза белков соевой муки препаратами бактериальных протеаз - Multifect^® Neutral, Multifect^® P-3000 и Protex^™ 6L (Genencor, США) и ФП с доминирующей активностью экзопептидаз на основе штаммов A. oryzae (опытные образцы) показало, что за 3 ч гидролиза бактериальные и грибные ФП примерно в одинаковой степени повышали растворимость соевых белков [36]. Все исследуемые препараты эффективно гидролизовали белок липоксигеназы и β-конглицинина, что подтверждалось данными электрофореза белковых гидролизатов в полиакриламидном геле с додецилсульфатом натрия (SDS-PAGE). Наиболее устойчивыми к протеолизу были субъединицы глицинина. Также наблюдалось образование промежуточных продуктов гидролиза и пептидов с ММ <6,5 кДа. Наиболее эффективным оказался препарат сериновой протеазы Protex 6L, который обеспечил полное исчезновение кислой субъединицы глицинина и значительное снижение интенсивности полосы (на электрофореграмме) основного полипептида глицинина [36]. Как правило, бактериальные протеазы более эффективно, чем грибные, гидролизуют соевые белки. При гидролизе изолята соевого белка нейтраза способствовала более глубокому гидролизу соевых белков по сравнению с Бирзимом П7 - эндопептидазой B. subtilis (ERBSLOH, Германия) и флавозимом [31].

При ферментативной обработке соевых бобов алкалаза, пепсин и папаин наиболее эффективно расщепляли белки до низкомолекулярных пептидов. В вариантах с алкалазой и пепсином наблюдалась максимальная СГ субстрата. При использовании Corolase 2TS (термолизин из B. stearothermophilus) и флавозима белковые полосы при электрофорезе белков в полиакриламидном геле в присутствии додецилсульфата натрия изменялись незначительно, интенсивность полос, соответствующих субъединицам глицинина, не снижалась. В то же время СГ в данных вариантах, определяемая по количеству расщепленных пептидных связей, была достаточно высока - 8,5%. Наибольшей горечью характеризовались гидролизаты, полученные с помощью алкалазы, умеренная горечь наблюдалась при использовании Corolase 2TS, Corolase 7089 и нейтразы. Гидролизаты с наименьшей интенсивностью горечи были получены в вариантах с флавозимом и папаином. Использование пепсина позволило получить гидролизаты с 35-кратным увеличением пенообразующей способности и приятным вкусом [58].

Алкалаза обеспечивает наиболее полный гидролиз основных белков сои, но при этом существенно увеличивает горечь гидролизатов. Для получения продуктов со сниженной горечью успешно используют папаин и флавозим [58].

Предварительная обработка соевых белков высоким давлением, теплом, кислотой, ультразвуком и экструзией приводила к ослаблению структуры соевых белков, что повышало эффективность ферментативного гидролиза [35, 94]. Сравнение процесса ферментативного гидролиза соевого шрота без предобработки и термообработанного при низкой и высокой влажности показало, что термообработка при высокой влажности обеспечивает наиболее эффективный гидролиз соевых белков смесью алкалазы с флавозимом [33].

Устойчивость пептидных связей основных соевых белков (β-конглицинина и глицинина) к протеолизу зависит от степени их денатурации: нативные (высокая устойчивость, интактная структура) > тостированные (средняя устойчивость, разрушенные нековалентные связи) > экструдированные (низкая устойчивость, разрушенные нековалентные и дисульфидные связи) [31]. Наиболее сильное денатурирующее воздействие на белки соевого шрота оказывает экструзия. При экструзии разрушаются как нековалентные взаимодействия, так и дисульфидные связи, поэтому при обработке экструдированной сои сериновыми протеазами полностью гидролизуется и β-конглицинин, и все субъединицы глицинина [95].

10. Qi L., Zhang H., Guo Y., Zhang C., Xu Y. A novel calcium-binding peptide from bovine bone collagen hydrolysate and chelation mechanism and calcium absorption activity of peptide-calcium chelate. Food Chem. 2023; 410: 135387. DOI: https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2023.135387

11. Hu G., Wang D., Sun L., Su R., Corazzin M., Sun X., et al. Isolation, purification and structure identification of a calcium-binding peptide from sheep bone protein hydrolysate. Foods. 2022; 11 (17): 2655. DOI: https://doi.org/10.3390/foods11172655

12. Dybka K., Walczak P. Collagen hydrolysates as a new diet supplement. Biotechnol Food Sci. 2009; 73: 83–92.

13. Holwerda A.M., van Loon L.J.C. The impact of collagen protein ingestion on musculoskeletal connective tissue remodeling: a narrative review. Nutr Rev. 2022; 80 (6): 1497–514. DOI: https://doi.org/10.1093/nutrit/nuab083

14. Lupu M.A., Gradisteanu Pircalabioru G., Chifiriuc M.C., Albulescu R., Tanase C. Beneficial effects of food supplements based on hydrolyzed collagen for skin care (review). Exp Ther Med. 2020; 20 (1): 12–7. DOI: https://doi.org/10.3892/etm.2019.8342

15. Välimaa A.-L., Mäkinen S., Mattila P., Marnila P., Pihlanto A., Mäki M., et al. Fish and fish side streams are valuable sources of high-value components. Food Qual Saf. 2019; 3 (4): 209–26. DOI: https://doi.org/10.1093/fqsafe/fyz024

45. Raksakulthai R., Haard N.F. Exopeptidases and their application to reduce bitterness in food: A review // Crit. Rev. Food Sci. Nutr. 2003. Vol. 43, N 4. Р. 401-445. DOI: https://doi.org/10.1080/10408690390826572

46. Fu Y., Chen J., Bak K.H., Lametsch R. Valorisation of protein hydrolysates from animal by‐products: perspectives on bitter taste and debittering methods: A review // Int. J. Food Sci. Technol. 2019. Vol. 54, N 4. P. 978-986. DOI: https://doi.org/10.1111/ijfs.14037

47. Idowu A.T., Benjakul S. Bitterness of fish protein hydrolysate and its debittering prospects // J. Food Biochem. 2019. Vol. 43, N 9. Article ID e12978. DOI: https://doi.org/10.1111/jfbc.12978

48. Лысенко Л.А., Немова Н.Н., Канцерова Н.П. Протеолитическая регуляция биологических процессов. Петрозаводск : Карельский научный центр РАН, 2011. 482 с.

49. Solanki P., Putatunda C., Kumar A., Bhatia R., Walia A. Microbial proteases: ubiquitous enzymes with innumerable uses // 3 Biotech. 2021. Vol. 11, N 10. P. 428. DOI: https://doi.org/10.1007/s13205-021-02928-z

50. Industrial Enzymes: Structure, Function, and Applications / eds J. Polaina, А.P. MacCabe. Dordrecht : Springer, 2007. 281 p. DOI: https://doi.org/10.1007/1-4020-5377-0 ISBN 978-1-4020-5376-4.

51. Wu J.W., Chen X.L. Extracellular metalloproteases from bacteria // Appl. Microbiol. Biotechnol. 2011. Vol. 92, N 2. P. 253-262. DOI: https://doi.org/10.1007/s00253-011-3532-8

52. Зинина О.В., Соловьева А.А., Ребезов Я.М., Тарасова И.В., Окусханова Э.К. Ферменты в мясной отрасли пищевой промышленности // Международный студенческий научный вестник. 2015. № 6. С. 1-7. URL: https://eduherald.ru/ru/article/view?id=14245 (дата обращения: 20.09.2022).

53. Баженова Б.А., Данилов А.М. Получение ферментного раствора из говяжьего цельного сычуга для модификации свойств коллагенсодержащего рубца // Теория и практика переработки мяса. 2017. Т. 2, № 4, P. 62-75. DOI: https://doi.org/10.21323/2414-438X-2017-2-4-62-75

54. Сухих С.А., Бабич О.О., Ульрих Е.В. Изучение коллагеназной активности ферментов микробного, растительного и животного происхождения // АгроЭкоИнженерия. 2021. № 2 (107). С. 142-148. DOI: https://doi.org/10.24412/2713-2641-2021-2107-142-148

55. Lukin A.A. Application and comparison of proteolytic enzyme preparations in technology of protein hydrolyzates // Food Sci. Technol. 2020. Vol. 40, suppl. 1. P. 287-292. DOI: https://doi.org/10.1590/fst.09319

56. Schlegel K., Sontheimer K., Hickisch A., Wani A.A., Eisner P., Schweiggert-Weisz U. Enzymatic hydrolysis of lupin protein isolates - changes in the molecular weight distribution, techno-functional characteristics, and sensory attributes // Food Sci. Nutr. 2019. Vol. 7, N 8. P. 2747-2759. DOI: https://doi.org/10.1002/fsn3.1139

57. Ou J.-F., Zhu M.-J. An overview of current and novel approaches for microbial neutral protease improvement // Int. J. Mod. Biol. Med. 2012. Vol. 2, N 1. P. 1-31.

58. Meinlschmidt P., Sussmann D., Schweiggert-Weisz U., Eisner P. Enzymatic treatment of soy protein isolates: effects on the potential allergenicity, techno-functionality, and sensory properties // Food Sci. Nutr. 2015. Vol. 4, N 1. P. 11-23. DOI: https://doi.org/10.1002/fsn3.253

59. Zinchenko D.V., Muranova T.A., Melanyina L.A., Belova N.A., Miroshnikov A.I. Soy and rapeseed protein hydrolysis by the enzyme preparation protosubtilin // Appl. Biochem. Microbiol. 2018. Vol. 54. P. 294-300. DOI: https://doi.org/10.1134/S000368381803016X

60. Tavano O.L., Berenguer-Murcia A., Secundo F., Fernandez-Lafuente R. Biotechnological applications of proteases in food technology // Compr. Rev. Food Sci. Food Saf. 2018. Vol. 17, N 2. P. 412-436. DOI: https://doi.org/10.1111/1541-4337.12326

61. Lindberg D., Kristoffersen K.A., de Vogel-van den Bosch H., Wubshet S.G., Böcker U., Rieder A. et al. Effects of poultry raw material variation and choice of protease on protein hydrolysate quality // Process Biochem. 2021. Vol. 110. P. 85-93. DOI: https://doi.org/10.1016/j.procbio.2021.07.014

62. Merz M., Eisele T., Berends P., Appel D., Rabe S., Blank I. et al. Flavourzyme, an enzyme preparation with industrial relevance: automated nine-step purification and partial characterization of eight enzymes // J. Agric. Food Chem. 2015. Vol. 63, N 23. P. 5682-5693. DOI: https://doi.org/10.1021/acs.jafc.5b01665

63. Morais H.A., Silvestre M.P., Amorin L.L., Silva V.D.M., Silva M.R., Silva A.C.S. et al. Use of different proteases to obtain whey protein concentrate hydrolysates with inhibitory activity toward angiotensin-converting enzyme // J. Food Biochem. 2014. Vol. 38, N 1. P. 102-109. DOI: https://doi.org/10.1111/jfbc.12032

64. Senevirathne M., Kim S.H., Jeon Y.J. Protective effect of enzymatic hydrolysates from highbush blueberry (Vaccinium corymbosum L.) against hydrogen peroxide-induced oxidative damage in Chinese hamster lung fibroblast cell line // Nutr. Res. Pract. 2010. Vol. 4, N 3. P. 183-190. DOI: https://doi.org/10.4162/nrp.2010.4.3.183

65. Pasupuleti V.K., Braun S. State of the art manufacturing of protein hydrolysates // Protein Hydrolysates in Biotechnology / eds V. Pasupuleti, A. Demain. Dordrecht : Springer, 2010. P. 11-32. DOI: https://doi.org/10.1007/978-1-4020-6674-0_2 ISBN 978-1-4020-6673-3.

66. Hong H., Fan H., Chalamaiah M., Wu J. Preparation of low-molecular-weight, collagen hydrolysates (peptides): Current progress, challenges, and future perspectives // Food Chem. 2019. Vol. 301. Article ID 125222. DOI: https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2019.125222

67. Yang H., Xue Y., Liu J., Song S., Zhang L., Song Q. et al. Hydrolysis process optimization and functional characterization of yak skin gelatin hydrolysates // J. Chem. 2019. Vol. 2019. Article ID 9105605. DOI: https://doi.org/10.1155/2019/9105605

68. León-López A., Fuentes-Jiménez L., Hernández-Fuentes A.D., Campos-Montiel R.G., Aguirre-Álvarez G. Hydrolysed collagen from sheepskins as a source of functional peptides with antioxidant activity // Int. J. Mol. Sci. 2019. Vol. 20, N 16. Р. 3931. DOI: https://doi.org/10.3390/ijms20163931

69. Feng M., Betti M. Transepithelial transport efficiency of bovine collagen hydrolysates in a human Caco-2 cell line model // Food Chem. 2017. Vol. 224. P. 242-250. DOI: https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2016.12.044

70. Костылева Е.В., Середа А.С., Великорецкая И.А., Цурикова Н.В. Сравнение эффективности различных препаратов бактериальных протеаз при гидролизе коллагена // Пищевая промышленность. 2021. № 11. С. 67-69. DOI: https://doi.org/10.52653/PPI.2021.11.11.010

71. Юнусов Э.Ш., Пономарев В.Я., Морозова С.А., Ежкова Г.О. Изучение гидролиза коллагенсодержащего сырья протеолитическими ферментами // Вестник технологического университета. 2016. Т. 19, № 24. С. 168-170.

72. O’Keeffe M.B., Norris R., Alashi M.A., Aluko R.E., FitzGerald R.J. Peptide identification in a porcine gelatin prolyl endoproteinase hydrolysate with angiotensin converting enzyme (ACE) inhibitory and hypotensive activity // J. Funct. Foods. 2017. Vol. 34. P. 77-88. DOI: https://doi.org/10.1016/j.jff.2017.04.018

73. Zhang Y., Olsen K., Grossi A., Otte J. Effect of pretreatment on enzymatic hydrolysis of bovine collagen and formation of ACE-inhibitory peptides // Food Chem. 2013. Vol. 141, N 3. P. 2343-2354. DOI: https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2013.05.058

74. Lin Y.J., Le G.W., Wang J.Y., Li Y.X., Shi Y.H., Sun J. Antioxidative peptides derived from enzyme hydrolysis of bone collagen after microwave assisted acid pre-treatment and nitrogen protection // Int. J. Mol. Sci. 2010. Vol. 11, N 11. P. 4297-4308. DOI: https://doi.org/10.3390/ijms11114297

75. Pramualkijja T., Pirak T., Euston S.R. Valorization of chicken slaughterhouse by-products: Production and properties of chicken trachea hydrolysates using commercial proteases // Int. J. Food Prop. 2021. Vol. 24, N 1. P. 1642-1657. DOI: https://doi.org/10.1080/10942912.2021.1986522

76. Nchienzia H.A., Morawicki R.O., Gadang V.P. Enzymatic hydrolysis of poultry meal with endo- and exopeptidases // Poult. Sci. 2010. Vol. 89, N 10. P. 2273-2280. DOI: https://doi.org/10.3382/ps.2008-00558

77. Khiari Z., Ndagijimana M., Betti M. Low molecular weight bioactive peptides derived from the enzymatic hydrolysis of collagen after isoelectric solubilization/precipitation process of turkey by-products // Poult. Sci. 2014. Vol. 93, N 9. P. 2347-2362. DOI: https://doi.org/10.3382/ps.2014-03953

78. Korczek K., Tkaczewska J., Migdał W. Antioxidant and antihypertensive protein hydrolysates in fish products - a review // Czech J. Food Sci. 2018. Vol. 36, N 3. P. 195-207. DOI: https://doi.org/10.17221/283/2017-CJFS

79. Choonpicharn S., Jaturasitha S., Rakariyatham N., Suree N., Niamsup H. Antioxidant and antihypertensive activity of gelatin hydrolysate from Nile tilapia skin // J. Food Sci. Technol. 2015. Vol. 52, N 5. P. 3134-3139. DOI: https://doi.org/10.1007/s13197-014-1581-6

80. Han Y., Byun S.-H., Park J.-H., Kim S.-B. Bioactive properties of enzymatic hydrolysates from abdominal skin gelatin of yellowfin tuna (Thunnus albacares) // Int. J. Food Sci. Technol. 2015. Vol. 50. P. 1996-2003. DOI: https://doi.org/10.1111/ijfs.12890

81. Fernandes P. Enzymes in fish and seafood processing // Front. Bioeng. Biotechnol. 2016. Vol. 4. Р. 59. DOI: https://doi.org/10.3389/fbioe.2016.00059

82. Aspevik T., Egede-Nissen H., Oterhals Ĺ. A systematic approach to the comparison of cost efficiency of endopeptidases for the hydrolysis of Atlantic salmon (Salmo salar) by-products // Food Technol. Biotechnol. 2016. Vol. 54, N 4. P. 421-431. DOI: https://doi.org/10.17113/ftb.54.04.16.4553

83. Tacias-Pascacio V.G., Morellon-Sterling R., Siar E.H., Tavano O., Berenguer-Murcia Á., Fernandez-Lafuente R. Use of alcalase in the production of bioactive peptides: A review // Int. J. Biol. Macromol. 2020. Vol. 165, pt B. P. 2143-2196. DOI: https://doi.org/10.1016/j.ijbiomac.2020.10.060

84. Wasswa J., Tang J., Gu X. Functional properties of grass carp (Ctenopharyngodon Idella), Nile perch (Lates Niloticus) and Nile tilapia (Oreochromis Niloticus) skin hydrolysates // Int. J. Food Prop. 2008. Vol. 11, N 2. P. 339-350. DOI: https://doi.org/10.1080/10942910701381188

85. Головач Т.Н., Курченко В.П. Гидролиз белков молока ферментными препаратами и протеолитическими системами молочнокислых бактерий // Труды БГУ. 2012. Т. 7, ч. 1. С. 106-126.

86. Jeewanthi R.K., Kim M.H., Lee N.K., Yoon Y.C., Paik H.D. Peptide analysis and the bioactivity of whey protein hydrolysates from cheese whey with several enzymes // Korean J. Food Sci. Anim. Resour. 2017. Vol. 37, N 1. P. 62-70. DOI: https://doi.org/10.5851/kosfa.2017.37.1.62

87. Cui Q., Sun Y., Zhou Z., Cheng J., Guo M. Effects of enzymatic hydrolysis on physicochemical properties and solubility and bitterness of milk protein hydrolysates // Foods. 2021. Vol. 10, N 10. Р. 2462. DOI: https://doi.org/10.3390/foods10102462

88. Corrochano A.R., Buckin V., Kelly P.M., Giblin L. Invited review: Whey proteins as antioxidants and promoters of cellular antioxidant pathways // J. Dairy Sci. 2018. Vol. 101, N 6. P. 4747-4761. DOI: https://doi.org/10.3168/jds.2017-13618

89. Kleekayai T., Le Gouic A.V., Deracinois B., Cudennec B., FitzGerald R.J. In vitro characterization of the antioxidative properties of whey protein hydrolysates generated under pH- and non pH-controlled conditions // Foods. 2020. Vol. 9, N 5. P. 582. DOI: https://doi.org/10.3390/foods9050582

90. Kim S.B., Seo I.S., Khan A., Ki K.S., Lee W.S., Lee H.J. et al. Enzymatic hydrolysis of heated whey: Iron-binding ability of peptides and antigenic protein fractions // J. Dairy Sci. 2007. Vol. 90, N 9. P. 4033-4042. DOI: https://doi.org/10.3168/jds.2007-0228

91. Izquierdo F.J., Peñas E., Baeza M.L., Gomez R. Effects of combined microwave and enzymatic treatments on the hydrolysis and immunoreactivity of dairy whey proteins // Int. Dairy J. 2008. Vol. 18, N 9. P. 918-922. DOI: https://doi.org/10.1016/j.idairyj.2008.01.005

92. Uluko H., Zhang S., Liu L., Chen J., Sun Y., Su Y. et al. Effects of microwave and ultrasound pretreatments on enzymolysis of milk protein concentrate with different enzymes // Int. J. Food Sci. Technol. 2013. Vol. 48, N 11. P. 2250-2257. DOI: https://doi.org/10.1111/ijfs.12211

93. Ma W., Qi B., Sami R., Jiang L., Li Y., Wang H. Conformational and functional properties of soybean proteins produced by extrusion-hydrolysis approach // Int. J. Anal. Chem. 2018. Vol. 2018. Article ID 9182508. P. 1-11. DOI: https://doi.org/10.1155/2018/9182508

94. Jung S., Mahfuz A. Structure, protein interactions and in vitro protease accessibility of extruded and pressurized full-fat soybean flakes // J. Am. Oil Chem. Soc. 2009. Vol. 86. P. 475-483.

95. Середа А.С., Костылева Е.В., Шариков А.Ю., Смирнова И.А., Нефедова Л.И., Иванов В.В. и др. Разработка комбинированной технологии получения соевых кормовых добавок на основе экструзии и ферментативного гидролиза // Кормопроизводство. 2015. № 10. С. 28-33.

96. Kong X.G., Zhou H., Qian H. Enzymatic hydrolysis of wheat gluten by proteases and properties of the resulting hydrolysates // Food Chem. 2007. Vol. 102, N 3. P. 759-763. DOI: https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2006.06.062

97. Koo S.H., Bae I.Y., Lee S., Lee D.H., Hur B.S., Lee H.G. Evaluation of wheat gluten hydrolysates as taste-active compounds with antioxidant activity // J. Food Sci. Technol. 2014. Vol. 51, N 3. P. 535-542. DOI: https://doi.org/10.1007/s13197-011-0515-9

98. Kim N. Production of wheat gluten hydrolyzates by enzymatic process at high pressure // Food Sci. Biotechnol. 2017. Vol. 26, N 6. Р. 1587-1593. DOI: https://doi.org/10.1007/s10068-017-0152-9

99. Liu B., Kexue Z., Peng W., Xiao-Na Guo X., Zhou H. Effect of sequential hydrolysis with endo- and exo-peptidase on bitterness properties of wheat gluten hydrolysates // RSC Adv. 2016. Vol. 6. P. 27 659-27 668. DOI: https://doi.org/10.1039/C5RA28171G

100. Шариков А.Ю., Соколова Е.Н., Амелякина М.В., Юраскина Т.В., Иванов В.В., Серба Е.М. Разработка концепции производства снеков из пшеницы с элиминацией глютена биокаталитическим методом // Вестник Воронежского государственного университета инженерных технологий (ВГУИТ). 2020. Т. 82, № 4. С. 77-83. DOI: https://doi.org/10.20914/2310-1202-2020-4-77-83

101. Cui C., Zhao H., Zhao M., Chai H. Effects of extrusion treatment on enzymatic hydrolysis properties of wheat gluten // J. Food Process Eng. 2011. Vol. 34, N 2. P. 187-203. DOI: https://doi.org/10.1111/j.1745-4530.2008.00348.x

16. Zamora-Sillero J., Gharsallaoui A., Prentice C. Peptides from fish by-product protein hydrolysates and its functional properties: an overview. Mar Biotechnol (NY). 2018; 20 (2): 118-30. DOI: https://doi.org/10.1007/s10126-018-9799-3

17. Ananey-Obiri D., Matthews L.G., Tahergorabi R. Proteins from fish processing by-products. In: C.M. Galanakis (ed.). Proteins: Sustainable Source, Processing and Applications. London: Academic Press, 2019: 163-91. DOI: https://doi.org/10.1016/B978-0-12-816695-6.00006-4 ISBN 9780128166956,

18. Abuine R., Rathnayake A.U., Byun H.G. Biological activity of peptides purified from fish skin hydrolysates. Fish Aquatic Sci. 2019; 22:L 10. DOI: https://doi.org/10.1186/s41240-019-0125-4

19. Behera A., Das R., Patnaik P., Mohanty J., Mohanty G. A review on fish peptides isolated from fish waste with their potent bioactivities. J Appl Biol Biotechnol. 2022; 10 (3): 195-209. DOI: https://doi.org/10.7324/JABB.2022.100323

20. Tian Q., Li S.-M., Li B. The Pro-Gly or Hyp-Gly containing peptides from absorbates of fish skin collagen hydrolysates inhibit platelet aggregation and target P2Y12 receptor by molecular docking. Foods. 2021; 10 (7): 1553. DOI: https://doi.org/10.3390/foods10071553

21. Pires A.F., Marnotes N.G., Rubio O.D., Garcia A.C., Pereira C.D. Dairy by-products: A review on the valorization of whey and second cheese whey. Foods. 2021; 10 (5): 1067. DOI: https://doi.org/10.3390/foods10051067

22. Eberhardt A., López E.C., Marino F., Mammarella E.J., Manzo R.M., Sihufe G.A. Whey protein hydrolysis with microbial proteases: Determination of kinetic parameters and bioactive properties for different reaction conditions. Int J Dairy Technol. 2021; 74 (3): 489-504. DOI: https://doi.org/10.1111/1471-0307.12795

23. Deeth H., Bansal N. Whey proteins: an overview. In: Whey Proteins: from Milk to Medicine. San Diego: Academic Press, 2019: 1-50. DOI: https://doi.org/10.1016/B978-0-12-812124-5.00001-1 ISBN 9780128121245.

24. Rytchenkova O.V., Krasnoshtanova A.A. Optimization of the process of obtaining enzymatic hydrolysates of whey proteins using proteolytic enzymes. Fundamental’nye issledovaniya [Fundamental Researches]. 2011; (8): 663-6. (in Russian)

25. Minj S., Anand S. Whey proteins and its derivatives: bioactivity, functionality, and current applications. Dairy. 2020; 1 (3): 233-58. DOI: https://doi.org/10.3390/dairy1030016

26. Bu G., Luo Y., Chen F., Liu K., Zhu T. Milk processing as a tool to reduce cow’s milk allergenicity: A mini-review. Dairy Sci Technol. 2013; 93 (3): 211-23. DOI: https://doi.org/10.1007/s13594-013-0113-x

27. Zorin S.N., Petrov N.A., Borisov A.Yu. Whey protein fermentolysates: preparation, physicochemical and immunochemical characteristics. Pishchevaya promyshlennost’ [Food Industry]. 2019; (4): 41-3. DOI: https://doi.org/10.24411/0235-2486-2019-10020 (in Russian)

28. Ghosh B.C., Prasad L.N., Saha N.P. Enzymatic hydrolysis of whey and its analysis. J Food Sci Technol. 2017; 54 (6): 1476-83. DOI: https://doi.org/10.1007/s13197-017-2574-z

29. Abd El-Salam M.H., El-Shibiny S. Preparation, properties and uses of enzymatic milk protein hydrolysates. Crit Rev Food Sci Nutr. 2017; 57 (6): 1119-32. DOI: https://doi.org/10.1080/10408398.2014.899200

30. Asrarkulova A.S., Bulushova N.V. Wheat gluten and its hydrolysates. Possible fields of practical use. Biotechnologiya [Biotechnology]. 2018; 34 (4): 6-17. DOI: https://doi.org/10.21519/0234-2758-2018-34-4-6-17 (in Russian)

31. Miloradova E.V., Ivanushkin P.A., Anan’ev A.A., Traubenberg S.E., Sof’in A.V. Comparative study of enzymatic hydrolysates of isolated soy protein and soy flour by SE-HPLC. Tonkie khimicheskie tekhnologii [Fine Chemical Technologies]. 2010; 5 (2): 82-8. (in Russian)

32. Liang Y., Guo Y., Zheng Y., Liu S., Cheng T., Zhou L., et al. Effects of high-pressure homogenization on physicochemical and functional properties of enzymatic hydrolyzed soybean protein concentrate. Front Nutr. 2022; 9: 1054326. DOI: https://doi.org/10.3389/fnut.2022.1054326

33. Fischer M. Limiting factors for the enzymatic accessibility of soybean protein. Ph.D. Thesis. Netherlands: Wageningen University, 2006: 155 p. ISBN 9789085044963 - 139

34. Basson A.R., Ahmed S., Almutairi R., Seo B., Cominelli F. Regulation of intestinal inflammation by soybean and soy-derived compounds. Foods. 2021; 10 (4): 774. DOI: https://doi.org/10.3390/foods10040774

35. Žilić S., Bozović I., Hadži-Tašković Šukalović V. Thermal inactivation of soybean bioactive proteins. Int J Food Eng. 2012; 8 (4): 14. DOI: https://doi.org/10.1515/1556-3758.2521

36. Jung S., Roussel-Philippe C., Briggs J.L., Murphy P.A., Johnson L.A. Limited hydrolysis of soy proteins with endo- and exoproteases. JAOCS. 2004; 81: 953-60. DOI: https://doi.org/10.1007/s11746-004-1007-3

37. Islam M., Huang Y., Islam S., Fan B., Tong L., Wang F. Influence of the degree of hydrolysis on functional properties and antioxidant activity of enzymatic soybean protein hydrolysates. Molecules. 2022; 27: 6110. DOI: https://doi.org/10.3390/molecules27186110

38. Chatterjee C., Gleddie S., Xiao C.W. Soybean bioactive peptides and their functional properties. Nutrients. 2018; 10 (9): 1211. DOI: https://doi.org/10.3390/nu10091211

39. Kim I.S., Yang W.S., Kim C.H. Beneficial effects of soybean-derived bioactive peptides. Int J Mol Sci. 2021; 22 (16): 8570. DOI: https://doi.org/10.3390/ijms22168570

40. Sun X.D. Enzymatic hydrolysis of soy proteins and the hydrolysates utilization. Int J Food Sci Technol. 2011; 46 (12): 2447-59. DOI: https://doi.org/10.1111/j.1365-2621.2011.02785.x

41. Dunaevsky Y.E., Tereshchenkova V.F., Belozersky M.A., Filippova I.Y., Oppert B., Elpidina E.N. Effective degradation of gluten and its fragments by gluten-specific peptidases: A review on application for the treatment of patients with gluten sensitivity. Pharmaceutics. 2021; 13 (10): 1603. DOI: https://doi.org/10.3390/pharmaceutics13101603

42. Delcour J.A., Joye I.J., Pareyt B., Wilderjans E., Brijs K., Lagrain B. Wheat gluten functionality as a quality determinant in cereal-based food products. Annu Rev Food Sci Technol. 2012; 3: 469-92. DOI: https://doi.org/10.1146/annurev-food-022811-101303

43. Pourmohammadi K., Abedi E. Hydrolytic enzymes and their directly and indirectly effects on gluten and dough properties: An extensive review. Food Sci Nutr. 2021; 9 (7): 3988-4006. DOI: https://doi.org/10.1002/fsn3.2344

44. Cruz-Chamorro I., Álvarez-Sánchez N., Santos-Sánchez G., Pedroche J., Fernández-Pachón M.S., Millán F., et al. Immunomodulatory and antioxidant properties of wheat gluten protein hydrolysates in human peripheral blood mononuclear cells. Nutrients. 2020; 12 (6): 1673. DOI: https://doi.org/10.3390/nu12061673

45. Raksakulthai R., Haard N.F. Exopeptidases and their application to reduce bitterness in food: A review. Crit Rev Food Sci Nutr. 2003; 43 (4): 401-45. DOI: https://doi.org/10.1080/10408690390826572

46. Fu Y., Chen J., Bak K.H., Lametsch R. Valorisation of protein hydrolysates from animal by‐products: perspectives on bitter taste and debittering methods: A review. Int. J. Food Sci Technol. 2019; 54 (4): 978-86. DOI: https://doi.org/10.1111/ijfs.14037

47. Idowu A.T., Benjakul S. Bitterness of fish protein hydrolysate and its debittering prospects. J Food Biochem. 2019; 43 (9): e12978. DOI: https://doi.org/10.1111/jfbc.12978

48. Lysenko L.A., Nemova N.N., Kantserova N.P. Proteolytic regulation of biological processes. Petrozavodsk: Karelian Research Centre of the Russian Academy of Sciences. 2011: 482 p. (in Russian)

49. Solanki P., Putatunda C., Kumar A., Bhatia R., Walia A. Microbial proteases: ubiquitous enzymes with innumerable uses. 3 Biotech. 2021; 11 (10): 428. DOI: https://doi.org/10.1007/s13205-021-02928-z

50. Industrial Enzymes: Structure, Function, and Applications. In: J. Polaina, А.P. MacCabe (eds). Dordrecht: Springer, 2007: 281 p. DOI: https://doi.org/10.1007/1-4020-5377-0 ISBN 978-1-4020-5376-4.

51. Wu J.W., Chen X.L. Extracellular metalloproteases from bacteria. Appl Microbiol Biotechnol. 2011; 92 (2): 253-62. DOI: https://doi.org/10.1007/s00253-011-3532-8

52. Zinina O.V., Solov’eva A.A., Rebezov Ya.M., Tarasova I.V., Okuskhanova E.K. Enzymes in the meat industry of the food industry. Mezhdunarodniy studencheskiy nauchniy vestnik [International Student Scientific Bulletin]. 2015; (6): 1-7. https://eduherald.ru/ru/article/view?id=14245 (date of access 20.09.2022) (in Russian)

53. Bazhenova B.A., Danilov A.M. Obtaining an enzyme solution from whole beef abomasum to modify the properties of a collagen-containing rumen. Teoriya i praktika pererabotki myasa [Theory and Practice of Meat Processing]. 2017; 2 (4): 62-75. DOI: https://doi.org/10.21323/2414-438X-2017-2-4-62-75 (in Russian)

54. Sukhikh S.A., Babich O.O., Ul’rikh E.V. Study of collagenase activity of the microbial, plant and animal enzymes - substantiation of the choice of enzymes for collagen-containing waste hydrolysis. AgroEkoInzheneriya [AgroEcoEngineering]. 2021; (2): 142-8. DOI: https://doi.org/10.24412/2713-2641-2021-2107-142-148 (in Russian)

55. Lukin A.A. Application and comparison of proteolytic enzyme preparations in technology of protein hydrolyzates. Food Sci Technol. 2020; 40 (suppl 1): 287-92. DOI: https://doi.org/10.1590/fst.09319

56. Schlegel K., Sontheimer K., Hickisch A., Wani A.A., Eisner P., Schweiggert-Weisz U. Enzymatic hydrolysis of lupin protein isolates - changes in the molecular weight distribution, techno-functional characteristics, and sensory attributes. Food Sci Nutr. 2019; 7 (8): 2747-59. DOI: https://doi.org/10.1002/fsn3.1139

57. Ou J.-F., Zhu M.-J. An overview of current and novel approaches for microbial neutral protease improvement. Int J Mod Biol Med. 2012; 2 (1): 1-31.

58. Meinlschmidt P., Sussmann D., Schweiggert-Weisz U., Eisner P. Enzymatic treatment of soy protein isolates: effects on the potential allergenicity, techno-functionality, and sensory properties. Food Sci Nutr. 2015; 4 (1): 11-23. DOI: https://doi.org/10.1002/fsn3.253

59. Zinchenko D.V., Muranova T.A., Melanyina L.A., Belova N.A., Miroshnikov A.I. Soy and rapeseed protein hydrolysis by the enzyme preparation protosubtilin. Appl Biochem Microbiol. 2018; 54: 294-300. DOI: https://doi.org/10.1134/S000368381803016X

60. Tavano O.L., Berenguer-Murcia A., Secundo F., Fernandez-Lafuente R. Biotechnological applications of proteases in food technology. Compr Rev Food Sci Food Saf. 2018; 17 (2): 412-36. DOI: https://doi.org/10.1111/1541-4337.12326

61. Lindberg D., Kristoffersen K.A., de Vogel-van den Bosch H., Wubshet S.G., Böcker U., Rieder A., et al. Effects of poultry raw material variation and choice of protease on protein hydrolysate quality. Process Biochem. 2021; 110: 85-93. DOI: https://doi.org/10.1016/j.procbio.2021.07.014

62. Merz M., Eisele T., Berends P., Appel D., Rabe S., Blank I., et al. Flavourzyme, an enzyme preparation with industrial relevance: automated nine-step purification and partial characterization of eight enzymes. J Agric Food Chem. 2015; 63 (23): 5682-93. DOI: https://doi.org/10.1021/acs.jafc.5b01665

63. Morais H.A., Silvestre M.P., Amorin L.L., Silva V.D.M., Silva M.R., Silva A.C.S., et al. Use of different proteases to obtain whey protein concentrate hydrolysates with inhibitory activity toward angiotensin-converting enzyme. J Food Biochem. 2014; 38 (1): 102-9. DOI: https://doi.org/10.1111/jfbc.12032

64. Senevirathne M., Kim S.H., Jeon Y.J. Protective effect of enzymatic hydrolysates from highbush blueberry (Vaccinium corymbosum L.) against hydrogen peroxide-induced oxidative damage in Chinese hamster lung fibroblast cell line. Nutr Res Pract. 2010; 4 (3): 183-90. DOI: https://doi.org/10.4162/nrp.2010.4.3.183

65. Pasupuleti V.K., Braun S. State of the art manufacturing of protein hydrolysates. In: V. Pasupuleti, A. Demain (eds). Protein Hydrolysates in Biotechnology. Dordrecht: Springer, 2010: 11-32. DOI: https://doi.org/10.1007/978-1-4020-6674-0_2 ISBN 978-1-4020-6673-3

66. Hong H., Fan H., Chalamaiah M., Wu J. Preparation of low-molecular-weight, collagen hydrolysates (peptides): Current progress, challenges, and future perspectives. Food Chem. 2019; 301: 125222. DOI: https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2019.125222

67. Yang H., Xue Y., Liu J., Song S., Zhang L., Song Q., et al. Hydrolysis process optimization and functional characterization of yak skin gelatin hydrolysates. J Chem. 2019; 2019: 9105605. DOI: https://doi.org/10.1155/2019/9105605

68. León-López A., Fuentes-Jiménez L., Hernández-Fuentes A.D., Campos-Montiel R.G., Aguirre-Álvarez G. Hydrolysed collagen from sheepskins as a source of functional peptides with antioxidant activity. Int J Mol Sci. 2019; 20 (16): 3931. DOI: https://doi.org/10.3390/ijms20163931

69. Feng M., Betti M. Transepithelial transport efficiency of bovine collagen hydrolysates in a human Caco-2 cell line model. Food Chem. 2017; 224: 242-50. DOI: https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2016.12.044

70. Kostyleva E.V., Sereda A.S., Velikoretskaya I.A., Tsurikova N.V. Comparison of the Efficacy of Different Preparations of Bacterial Proteases in Collagen Hydrolysis. Pishhevaya promyshlennost’ [Food Industry]. 2021 (11): 67-9. DOI: https://doi.org/10.52653/PPI.2021.11.11.010 (in Russian)

71. Yunusov E.Sh., Ponomarev V.Ya., Morozova S.A., Ezhkova G.O. Study of the hydrolysis of collagen-containing raw materials by proteolytic enzymes. Vestnik tekhnologicheskogo universiteta [Bulletin of the Technological University]. 2016; 19 (24): 168-70. (in Russian)

72. O’Keeffe M.B., Norris R., Alashi M.A., Aluko R.E., FitzGerald R.J. Peptide identification in a porcine gelatin prolyl endoproteinase hydrolysate with angiotensin converting enzyme (ACE) inhibitory and hypotensive activity. J Funct Foods. 2017; 34: 77-88. DOI: https://doi.org/10.1016/j.jff.2017.04.018

73. Zhang Y., Olsen K., Grossi A., Otte J. Effect of pretreatment on enzymatic hydrolysis of bovine collagen and formation of ACE-inhibitory peptides. Food Chem. 2013; 141 (3): 2343-54. DOI: https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2013.05.058

74. Lin Y.J., Le G.W., Wang J.Y., Li Y.X., Shi Y.H., Sun J. Antioxidative peptides derived from enzyme hydrolysis of bone collagen after microwave assisted acid pre-treatment and nitrogen protection. Int J Mol Sci. 2010; 11 (11): 4297-308. DOI: https://doi.org/10.3390/ijms11114297

75. Pramualkijja T., Pirak T., Euston S.R. Valorization of chicken slaughterhouse by-products: Production and properties of chicken trachea hydrolysates using commercial proteases. Int J Food Prop. 2021; 24 (1): 1642-57. DOI: https://doi.org/10.1080/10942912.2021.1986522

76. Nchienzia H.A., Morawicki R.O., Gadang V.P. Enzymatic hydrolysis of poultry meal with endo- and exopeptidases. Poult Sci. 2010; 89 (10): 2273-80. DOI: https://doi.org/10.3382/ps.2008-00558

77. Khiari Z., Ndagijimana M., Betti M. Low molecular weight bioactive peptides derived from the enzymatic hydrolysis of collagen after isoelectric solubilization/precipitation process of turkey by-products. Poult Sci. 2014; 93 (9): 2347-62. DOI: https://doi.org/10.3382/ps.2014-03953

78. Korczek K., Tkaczewska J., Migdał W. Antioxidant and antihypertensive protein hydrolysates in fish products - a review. Czech J Food Sci. 2018; 36 (3): 195-207. DOI: https://doi.org/10.17221/283/2017-CJFS

79. Choonpicharn S., Jaturasitha S., Rakariyatham N., Suree N., Niamsup H. Antioxidant and antihypertensive activity of gelatin hydrolysate from Nile tilapia skin. J Food Sci Technol. 2015; 52 (5): 3134-9. DOI: https://doi.org/10.1007/s13197-014-1581-6

80. Han Y., Byun S.-H., Park J.-H., Kim S.-B. Bioactive properties of enzymatic hydrolysates from abdominal skin gelatin of yellowfin tuna (Thunnus albacares). Int J Food Sci Technol. 2015; 50: 1996-2003. DOI: https://doi.org/10.1111/ijfs.12890

81. Fernandes P. Enzymes in fish and seafood processing. Front Bioeng Biotechnol. 2016; 4: 59. DOI: https://doi.org/10.3389/fbioe.2016.00059

82. Aspevik T., Egede-Nissen H., Oterhals Ĺ. A systematic approach to the comparison of cost efficiency of endopeptidases for the hydrolysis of Atlantic salmon (Salmo salar) by-products. Food Technol Biotechnol. 2016; 54 (4): 421-31. DOI: https://doi.org/10.17113/ftb.54.04.16.4553

83. Tacias-Pascacio V.G., Morellon-Sterling R., Siar E.H., Tavano O., Berenguer-Murcia Á., Fernandez-Lafuente R. Use of alcalase in the production of bioactive peptides: A review. Int J Biol Macromol. 2020; 165 (pt B): 2143-96. DOI: https://doi.org/10.1016/j.ijbiomac.2020.10.060

84. Wasswa J., Tang J., Gu X. Functional properties of grass carp (Ctenopharyngodon Idella), Nile perch (Lates Niloticus) and Nile tilapia (Oreochromis Niloticus) skin hydrolysates. Int J Food Prop. 2008; 11 (2): 339-50. DOI: https://doi.org/10.1080/10942910701381188

85. Golovach T.N., Kurchenko V.P. Hydrolysis of milk proteins by enzyme preparations and proteolytic systems of lactic acid bacteria. Trudy BGU [BSU Proceedings]. 2012; 7 (1): 106-6. (in Russian)

86. Jeewanthi R.K., Kim M.H., Lee N.K., Yoon Y.C., Paik H.D. Peptide analysis and the bioactivity of whey protein hydrolysates from cheese whey with several enzymes. Korean J Food Sci Anim Resour. 2017; 37 (1): 62-70. DOI: https://doi.org/10.5851/kosfa.2017.37.1.62

87. Cui Q., Sun Y., Zhou Z., Cheng J., Guo M. Effects of enzymatic hydrolysis on physicochemical properties and solubility and bitterness of milk protein hydrolysates. Foods. 2021; 10 (10): 2462. DOI: https://doi.org/10.3390/foods10102462

88. Corrochano A.R., Buckin V., Kelly P.M., Giblin L. Invited review: Whey proteins as antioxidants and promoters of cellular antioxidant pathways. J Dairy Sci. 2018; 101 (6): 4747-61. DOI: https://doi.org/10.3168/jds.2017-13618

89. Kleekayai T., Le Gouic A.V., Deracinois B., Cudennec B., FitzGerald R.J. In vitro characterization of the antioxidative properties of whey protein hydrolysates generated under pH- and non pH-controlled conditions. Foods. 2020; 9 (5): 582. DOI: https://doi.org/10.3390/foods9050582

90. Kim S.B., Seo I.S., Khan A., Ki K.S., Lee W.S., Lee H.J., et al. Enzymatic hydrolysis of heated whey: Iron-binding ability of peptides and antigenic protein fractions. J Dairy Sci. 2007; 90 (9): 4033-42. DOI: https://doi.org/10.3168/jds.2007-0228

91. Izquierdo F.J., Peñas E., Baeza M.L., Gomez R. Effects of combined microwave and enzymatic treatments on the hydrolysis and immunoreactivity of dairy whey proteins. Int Dairy J. 2008; 18 (9): 918-22. DOI: https://doi.org/10.1016/j.idairyj.2008.01.005

92. Uluko H., Zhang S., Liu L., Chen J., Sun Y., Su Y., et al. Effects of microwave and ultrasound pretreatments on enzymolysis of milk protein concentrate with different enzymes. Int J Food Sci Technol. 2013; 48 (11): 2250-7. DOI: https://doi.org/10.1111/ijfs.12211

93. Ma W., Qi B., Sami R., Jiang L., Li Y., Wang H. Conformational and functional properties of soybean proteins produced by extrusion-hydrolysis approach. Int J Anal Chem. 2018; 2018: 9182508. P. 1-11. DOI: https://doi.org/10.1155/2018/9182508

94. Jung S., Mahfuz A. Structure, protein interactions and in vitro protease accessibility of extruded and pressurized full-fat soybean flakes. J Am Oil Chem Soc. 2009; 86: 475-83.

95. Sereda A.S., Kostyleva E.V., Sharikov A.Yu., Smirnova I.A., Nefedova L.I., Ivanov V.V., et al. Development of combined technology of soybean feed additives based on extrusion and enzyme hydrolysis. Kormoproizvodstvo [Fodder Production]. 2015; (10): 28-33. (in Russian)

96. Kong X.G., Zhou H., Qian H. Enzymatic hydrolysis of wheat gluten by proteases and properties of the resulting hydrolysates. Food Chem. 2007; 102 (3): 759-63. DOI: https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2006.06.062

97. Koo S.H., Bae I.Y., Lee S., Lee D.H., Hur B.S., Lee H.G. Evaluation of wheat gluten hydrolysates as taste-active compounds with antioxidant activity. J Food Sci Technol. 2014; 51 (3): 535-542. DOI: https://doi.org/10.1007/s13197-011-0515-9

98. Kim N. Production of wheat gluten hydrolyzates by enzymatic process at high pressure. Food Sci Biotechnol. 2017; 26 (6): 1587-93. DOI: https://doi.org/10.1007/s10068-017-0152-9

99. Liu B., Kexue Z., Peng W., Xiao-Na Guo X., Zhou H. Effect of sequential hydrolysis with endo- and exo-peptidase on bitterness properties of wheat gluten hydrolysates. RSC Adv. 2016; 6: 27 659-68. DOI: https://doi.org/10.1039/C5RA28171G

100. Sharikov A.Yu., Sokolova E.N., Amelyakina M.V., Yuraskina T.V., Ivanov V.V., Serba E.M. Development of a concept for the production of wheat snacks with the elimination of gluten by the biocatalysis. Vestnik Voronezhskogo gosudarstvennogo universiteta (VGUIT) [Bulletin of the Voronezh State University (VGUIT)]. 2020; 82 (4): 77-83. DOI: https://doi.org/10.20914/2310-1202-2020-4-77-83 (in Russian)

101. Cui C., Zhao H., Zhao M., Chai H. Effects of extrusion treatment on enzymatic hydrolysis properties of wheat gluten. J Food Process Eng. 2011; 34 (2): 187-203. DOI: https://doi.org/10.1111/j.1745-4530.2008.00348.x