Edible insects’ proteome in the safety aspect of entomoprotein’s food application

• Nadezhda V. Tyshko
• Kseniya A. Timoshenko
• Elvira O. Sadykova

Abstract

Currently, the Russian Federation is considering the possibility of using insects as food raw materials, which, first of all, is positioned as a source of complete protein, therefore, the methodology of safety assessment of such products should include studying the proteomic profile of entomoprotein. Proteome profiling of the insect-derived novel food opens fresh opportunities not only for assessing their safety, but also for developing methods of elimination of potentially allergenic proteins from the final product. Modern technological approaches aimed at destruction or modification of the structure of such proteins, namely chemical modification (glycosylation, phosphorylation, acylation) and complexation with polyphenols, anthocyanins and other compounds, along with wet and dry thermal exposure, hydrolysis, fermentation, irradiation, ultrasound or high hydrostatic pressure treatment, will provide the possibility of obtaining products with reduced allergenic potential.

The purpose of the work was to assess the current state of proteomic profiling of insect proteins in the aspect of the safety of their food application.

Material and methods. The analytical part of the work included literature search, collection of information and statistical materials published in domestic and foreign scientific publications, the search was conducted using the Google Academy search engine and electronic databases PubMed, MEDLINE, EMBASE, Scopus, Web of Science, eLIBRARY, mainly for the last 25 years.

Results. Proteomic profile data on a number of edible insects were analyzed and systematized. Three arthropod-specific proteins (hemocyanin, chemosensory protein, and odorant-binding protein) were identified, as well as 58 nonspecific proteins (including those found in plants – at least 52 (90%), in fungi – 49 (84%), in mollusks – 47 (81%), in crustaceans – 53 (91%), and in other animals – 54 (93%). The possibility of entomoproteins’ allergenicity reducing by their thermal treatment and hydrolysis was studied.

Conclusion. Based on the analysis, it was concluded that most of the entomoproteins are not unique and are also present in traditional food sources. The potential IgE-binding allergens identified in edible insects correspond mainly to pan-allergens with cross-reactivity with some homologous proteins present in other arthropods (mites, crustaceans), molluscs and nematodes. Only hemocyanin, chemosensory protein, and odorant-binding protein can be classified as specific proteins found in arthropods (particularly insects and crustaceans). Of all the proteins studied, only one is found exclusively in insects, the so-called cockroach allergen-like protein, which occupies a special place because its structure and function are still unclear and require further study.

Keywords: novel insect-derived food; proteome profile; safety assessment; allergens; alternative protein source; entomoprotein

На современном этапе развития технологий производства пищевой продукции использование нетрадиционных источников продовольственного сырья уже сформировалось в устойчивый тренд, ориентированный на экономически и экологически выгодные способы ведения хозяйства. Используемый в настоящее время обширный арсенал способов переработки позволяет в том числе осуществлять комплексную трансформацию сырья с получением отдельных фракций белков, жиров, углеводов, пищевых волокон, а также витаминов и биологически активных веществ. Эффективные биотехнологические, химические и физические методы предоставляют возможность конструировать конечные продукты с заданным составом и потребительскими свойствами, бесконечно расширяя возможности для создания персонализированных рационов питания [1, 2].

Сложность применения сырья, не имеющего длительной истории использования в пищу, заключается в необходимости проведения оценки его безопасности, закрепленной законодательно в большинстве юрисдикций. Разработка протоколов оценки безопасности, обеспечивающих получение исчерпывающей информации об исследуемом продукте и гарантирующих сохранение здоровья потребителей, представляет собой отдельное направление научной и экспертной работы и, как показывает международный и отечественный опыт, является одним из факторов, замедляющих внедрение новой продукции в промышленное производство и выход на продовольственный рынок [3].

В настоящее время в Российской Федерации рассматривается возможность использования насекомых в качестве продовольственного сырья, которое в первую очередь позиционируется как источник полноценного белка, поэтому методология оценки безопасности такой продукции должна включать обязательный раздел изучения протеомного профиля белка. Научные достижения в области высокопроизводительных методов анализа предоставляют инструменты для эффективного профилирования протеома живых организмов, улучшая понимание фундаментальных биохимических характеристик белка, используемого в пищу, и позволяя идентифицировать как потенциально токсичные и аллергенные протеины, так и протеины, оказывающие положительное биологическое действие. Например, в последние годы с помощью методов протеомики был выявлен целый ряд биологических маркеров, оказывающих влияние на вкус еды, ее текстуру и внешний вид [4-6].

Цель данной работы - оценка современного состояния протеомного профилирования белка насекомых в аспекте безопасности их пищевого использования.

Материал и методы

Аналитическая часть работы включала поиск литературы, сбор информационных и статистических материалов, публикуемых в отечественных и зарубежных научных изданиях, с использованием поисковой системы Академия Google и электронных баз данных PubMed, MEDLINE, EMBASE, Scopus, Web of Science, eLIBRARY, преимущественно за последние 25 лет, по ключевым словам: "пищевая продукция нового вида, полученная из насекомых", "протеомный профиль", "оценка безопасности", "аллергены", "альтернативные источники белка", "энтомопротеин". Всего было изучено более 200 источников, из них отобраны 58 релевантных, которые приведены в данной статье.

Результаты

Белок насекомых как пищевое вещество характеризуется сбалансированным аминокислотным составом и высокой биологической ценностью, что позволяет рассматривать энтомопродукцию в качестве потенциального источника продовольственного белка, сопоставимого по качеству с белком животного происхождения [7-13]. Большое значение имеют также технологические свойства пищевого белка: пенообразование, эмульгирующая, водо- и маслоудерживающая способность. Обзор данных по технологическим свойствам энтомопротеинов позволил оценить их показатели не ниже уровня известных растительных белков, а в некоторых случаях энтомопротеины превосходили белки животного происхождения, например, протеин, выделенный из перелетной саранчи Locusta migratoria, по пенообразующей способности превосходил яичный белок в 2 раза [14]. Таким образом, относительно высокие функционально-технологические свойства энтомопротеинов позволяют рассматривать достаточно широкий диапазон их применения в пищевой промышленности [15-18]. Количество белка в продовольственном сырье, полученном с использованием насекомых, достигает, по разным оценкам, 10-77% в расчете на сухое вещество, для сравнения: в традиционных продуктах животного происхождения содержится 29-71% белка [7, 19-21], биологическая ценность энтомопротеина, определяемая истинной усвояемостью, составляет 92%, значение данного показателя для традиционных источников белка составляет 92-100% [22-25]. Следует отметить, что количество и биологическая ценность белка могут варьировать в зависимости от вида насекомых, стадии метаморфоза, условий кормления и содержания, аналитического метода исследования и др. [18, 21, 26-30].

Многие работы по исследованию состава белковой фракции насекомых посвящены определению молекулярно-массового распределения белков методом одномерного электрофореза. Данная статья обобщает результаты исследований, в которых для получения интактного протеина были использованы мягкие методы экстракции, позволяющие избежать гидролиза белка в процессе выделения.

Электрофоретическое разделение растворимой фракции белка 5 видов насекомых: Alphitobius diaperinus (бурый мучной хрущак), Tenebrio molitor (мучной хрущак), Zophobas morio (зофобас), Acheta domesticus (домовый сверчок) и Blaptica dubia (аргентинский таракан) - позволило выявить белковые полосы, которые были сгруппированы в диапазоны <14, 14-32, 33-95 и >95 кДа для всех вышеперечисленных насекомых [31, 32]. Более подробное исследование полученных фракций позволило уточнить состав полос <14 кДа, включающих ряд белков размером от 6,5 до 14 кДа для всех исследованных видов насекомых. В растворимых фракциях белка T. molitor полос выше 95 кДа не наблюдалось. По сравнению с T. molitor картины полос белковых фракций A. diaperinus и A. domesticus были похожи, но не идентичны. Для Z. morio и B. dubia большее количество полос обнаружено в диапазоне 30-95 кДа. Во фракции белка, жестко связанного с хитиновой оболочкой, установлены полосы с молекулярной массой >95 кДа [32].

Для более подробного анализа растворимых белков насекомых видов A. diaperinus, T. molitor, Z. morio, A. domesticus и B. dubia были проведены исследования, включавшие двумерный электрофорез и высокоэффективную жидкостную хроматографию с масс-спектрометрическим детектированием (ВЭЖХ-МС/МС) (см. таблицу). Белковые фракции размером 13, 19, 30, 40 и 45 кДа, вероятно, соответствуют белкам гемолимфы, сериновой протеиназы и α-амилазы. Белки с молекулярной массой >50 кДа представлены в основном саркоплазматическими мышечными белками, состоящими из миоглобина, а также белками внутриклеточной жидкости мышц, в том числе гликолитическими ферментами [33].

Следует отметить, что точные молекулярные массы актина, тропонина Т и тропомиозина различаются у разных видов: у насекомых они составляют соответственно 42; 47,3 и 32,5 кДа [32], тогда как, например, размер мышечных белков ягненка находится в диапазоне 30-50 кДа, из них актин - ~50 кДа, тропонин Т - ~44 кДа, тропомиозин - ~40 кДа [34].

Молекулярные массы миозина также различаются у разных видов: тяжелая и легкая цепи у насекомых - 262 и 16,8 кДа [32], тяжелая и 3 субъединицы легкой цепей у сардин - 205, 31, 23 и 22 кДа; миозин из мышц белой скумбрии имеет 3 субъединицы легкой цепи с молекулярной массой 26,5, 20 и 17,5 кДа [35], молекулярная масса миозина легких цепей карпа варьирует между 16 и 26 кДа [36]. Таким образом, можно отметить видоспецифичность мышечных белков, выделенных из различных животных, что определяет необходимость исследования безопасности белков, выделенных из новых источников, так как изменение характеристик белка может приводить к изменениям его аллергических свойств [37, 38].

Помимо упомянутых выше белков, в полученных от 5 видов насекомых фракциях присутствуют белки, входящие в состав экзоскелета, а также висцеральных и скелетных мышц. Для взрослой стадии A. domesticus и B. dubia мышечные белки включают в том числе скелетные мышцы крыльев и конечностей, которые в основном состоят из белков большого размера - белка М-линии и кеттина [32].

Таким образом, наиболее распространенные белки мышечной ткани, в число которых входят тяжелые/легкие цепи миозина (содержание в мышечной ткани ~43%), актин (~20%), тропомиозин (~5%), тропонины (~5%) и α-актинин (~2%), можно отнести к мажорным белкам съедобных насекомых, которые также распространены в белке животных и не являются опасными для человека.

Несмотря на сложности с идентификацией белков насекомых, связанные с отсутствием полной базы данных энтомопротеинов и регламентированного метода выделения белка для проведения ВЭЖХ-МС/МС, состав мажорных белков насекомых подтверждается в других исследованиях. Следует отметить, что в рамках проведения двумерного электрофореза, как правило, выделяют тысячи протеинов, но идентифицировать удается лишь десятки. A. Barre и соавт. [31] указывают, что наибольшее количество энтомопротеинов было идентифицировано у давно и часто исследуемых видов - Bombyx mori (тутовый шелкопряд) и Tenebrio molitor (мучной хрущак).

Протеомный профиль T. molitor в работе L. Yi и соавт. был представлен актинином, миозином, тропомиозином, тропонином, кальпонином, гексамерином, гистоном H4, белками гемолимфы, белком стресса дегидратации, кальций-транспортирующей АТФазой, α-амилазой, трипсиноподобной протеиназой, сериновой протеиназой [32]. K.C.M. Verhoeckx и соавт. [33] дополнили эти данные трипсином, аргининкиназой и тубулином α-1 цепи, α-амилазой и овальбуминоподобными белками, обнаруженными как в выделенной из T. molitor водорастворимой фракции, так и во фракции белка, жестко связанного с хитином, где эти белки содержались в меньшем количестве [32].

M. Montowska и соавт., исследуя домового сверчка Acheta domesticus, также определили α-актинин, миозин, тропомиозин, парамиозин, тропомиозин-2, тропонин Т, α-цепь тубулина, β-1 цепь тубулина, саркоплазматическую кальций-транспортирующую АТФазу, α-субъединицу АТФ-синтазы, аргининкиназу [39].

Результаты изучения протеомного профиля насекомых были использованы для идентификации белкового профиля с помощью методов биоинформатики (см. рисунок): в исследованиях [31] был проведен поиск гомологии аминокислотных последовательностей белков, идентифицированных у насекомых, с аминокислотными последовательностями известных белков (использованы базы данных AllerCatPro [40] и AllFam [41]. При сравнении структуры белков 6 видов съедобных насекомых Bombyx mori (тутовый шелкопряд), Tenebrio molitor (мучной хрущак), Acheta domesticus (домовый сверчок), Locusta migratoria (перелетная саранча), Zophobas morio (зофобас), Rhynchophorus ferrugineus (красный пальмовый долгоносик) со структурой известных протеинов было обнаружено структурное сходство с 58 белками, встречающимися у ракообразных, клещей, моллюсков, круглых червей, других животных, а также у грибов и растений. Из 58 идентифицированных энтомопротеинов не менее 52 (90%) встречались в растениях, 49 (84%) в грибах, 47 (81%) в моллюсках, 53 (91%) в ракообразных и 54 (93%) в других животных.

Следует отметить, что только 6 протеинов были общими для всех 6 видов насекомых: актин-α, аргининкиназа, фруктозо-1,6-бифосфатальдолаза, глицеральдегид-3-фосфатдегидрогеназа, одорант-связывающие белки и тропомиозин 1. Более половины идентифицированных белков были обнаружены только у 1-2 видов насекомых из 6 исследованных в работе A. Barre и соавт. [31].

К специфичным белкам, встречающимся у членистоногих (в частности у насекомых и ракообразных), можно отнести только гемоцианин, хемосенсорный белок и одорант-связывающий белок.

Из всего исследованного ряда белков только 1 встречается исключительно у насекомых - так называемый аллергеноподобный белок тараканов, структура и функции которого пока не ясны. Данный белок был обнаружен у мучного хрущака [31].

Протеины насекомых также были рассмотрены в работе S. de Gier и K. Verhoeckx, исследовавших белки, выделенные из пчел, чешуекрылых, прямокрылых [38]. На основании проведенного анализа авторы подтвердили принадлежность большинства энтомопротеинов съедобных насекомых к белкам, широко распространенным среди других членистоногих (клещей, пауков и ракообразных), а также моллюсков и нематод.

В других работах были охарактеризованы специфичные белки насекомых, а именно:

- белки распознавания химических сигналов окружающей среды, такие как одорант-связывающие белки из дрозофилы обыкновенной (Drosophila melanogaster) и комаров (Anopheles gambiae) [42];

- белки, выделенные из тараканов: белок BlaG3 из немецкого (Blattella germanica) [43], белок PerA3 - из американского таракана (Periplaneta americana) [31];

- резервно-пищевой белок гексамерин из двупятнистого сверчка Gryllus bimaculatus, из личинки мухи Calliphora erythrocephala, из плодовой мушки Drosophila melanogaster и из мучного хрущака Tenebrio molitor [31].

2 недавних исследования с использованием IgG- и IgE-иммуноблотинга показали, что пациенты с аллергией на ракообразных имеют перекрестную реактивность к тропомиозину мучного хрущака и черной львинки, хотя сам тропомиозин не является белком, специфичным для насекомых [44, 45]. В некоторых работах отмечали необходимость изучения и подтверждения дополнительных предполагаемых перекрестно реагирующих аллергенов, таких как аргининкиназа, триосефосфат-изомераза и глутатион S-трансфераза, идентифицированных у черной львинки [46, 47]. Показано, что лица с аллергией на морепродукты могут испытывать аллергические реакции после употребления съедобных насекомых, таких как мучной хрущак [48], сверчок [49] и черная львинка [46, 47]. Это объясняется тесным филогенетическим родством ракообразных и насекомых, вместе относящихся к типу членистоногие (Arthropoda) [50, 51]. Таким образом, вероятность развития аллергии при употреблении насекомых в пищу лицами, имеющими аллергию на ракообразных, достаточно высока, что обусловлено наличием общих аллергенов [52].

Несмотря на то что аминокислотные последовательности у большинства аллергенов малоконсервативны, их трехмерная структура характеризуется высокой сохранностью: большинство идентифицированных энтомоспецифичных аллергенов построены из плотно упакованных структурных складок, усиленных дисульфидными связями, что повышает их устойчивость к тепловой денатурации в процессе технологической обработки сырья из насекомых [31]. Сообщалось, что термическая обработка и действие протеолитических ферментов в экспериментах in vitro с 3 видами мучных хрущаков, включая Tenebrio molitor, Zophobas atratus, Alphitobius diaperinus, и двупятнистого сверчка Gryllus bimaculatus, недостаточно снижают их аллергенную перекрестную реактивность [48, 53].

В то же время некоторые аллергены, такие как аргининкиназа, денатурируются под действием термической обработки, что позволяет существенно снизить их аллергенный потенциал [54, 55], как, например, было отмечено U. Bose и соавт. при исследовании аллергенного потенциала термически обработанного сверчка [56].

Также было показано, что обезжиривание черной львинки методом винтового прессования, включающего стадию нагрева, снижало содержание антигенных эпитопов тропомиозина по сравнению с образцами цельной черной львинки, не подвергавшейся технологической обработке [54-56].

В исследованиях S. Van Broekhoven и соавт. было отмечено, что термическая обработка, а также действие протеолитических ферментов in vitro снижают, но не устраняют перекрестную IgE-реактивность с некоторыми белками насекомых, например, продуктами метаболизма домашних пылевых клещей и тропомиозином. Когда пациентам с аллергией на ракообразных и домашних пылевых клещей, имеющим перекрестную реактивность с тропомиозином мучного хрущака (а также α-амилазой, гексамерином и миозином), перорально вводили обработанную и необработанную муку мучного хрущака, наблюдалось проявление аллергических реакций [48, 57].

Заключение

На основании проведенного анализа можно сделать вывод, что большинство энтомопротеинов неуникальны и присутствуют в традиционных источниках пищи, не представляя опасности для человека. Потенциальные IgE-связывающие аллергены, идентифицированные в съедобных насекомых, в основном соответствуют паналлергенам, обладающим перекрестной реактивностью с некоторыми гомологичными белками, встречающимися у других членистоногих (клещи, ракообразные), моллюсков и нематод. К специфичным белкам членистоногих, в частности насекомых и ракообразных, можно отнести только гемоцианин, хемосенсорный белок и одорант-связывающий белок. Из всего изученного ряда белков только 1 встречается исключительно у насекомых - так называемый аллергеноподобный белок тараканов, занимающий особое место, поскольку его структура и функция пока не ясны и требуют дальнейшего изучения [31].

Профилирование протеома пищевой продукции нового вида открывает широкие возможности как для оценки ее безопасности, так и для разработки способов элиминации потенциально токсичных или аллергенных белков из конечного продукта. Современные технологические подходы, направленные на разрушение или модификацию структуры белков [4, 58], а именно химическая модификация (гликозилирование, фосфорилирование, ацилирование) и комплексообразование с полифенолами, антоцианами и другими соединениями, наряду с влажным и сухим термическим воздействием, гидролизом, сбраживанием, воздействием облучения, ультразвука, обработкой высоким гидростатическим давлением, обеспечат возможность получения продуктов с пониженным аллергенным потенциалом.

References

1. Lisitsyn A., Chernukha I., Nikitina M. Russian methodology for designing multicomponent foods in retrospect. Foods and Raw Materials. 2020; 8 (1): 2–11. DOI: https://doi.org/10.21603/2308-4057-2020-1-2-11
2. Kochetkova A.A., Vorob’eva V.M., Sarkisyan V.A., Vorob’eva I.S., Smirnova E.A., Shatnyuk L.N. Dynamics of innovations in food technologies: from specialization to personalization. Voprosy pitaniia [Problems of Nutrition]. 2020; 89 (4): 233–43. DOI: https://doi.org/10.24411/0042-8833-2020-10056 (in Russian)
3. Birchard K. European Commission to end de facto moratorium on GM products. Lancet. 2000; 356 (9226): 320. DOI: https://doi.org/10.1016/S0140-6736(05)73606-0
4. Zamaratskaia G., Shengjie L. Proteomics in meat science – current status and future perspective. Theory and Practice of Meat Processing. 2017; 2 (1): 18–26. DOI: https://doi.org/10.21323/2414-438X-2017-2-1-18-26
5. Chernukha I., Akhremko A. Application of proteomic tools: the autolytic changes of pork muscular tissue. Theory and Practice of Meat Processing. 2018; 3 (4): 32–7. DOI: https://doi.org/10.21323/2414-438X-2018-3-4-32-37
6. Akhremko A., Nasonova V., Spirina M., Godswill N. Comparison of the proteomic profile of pork byproducts during their storage. Theory and Practice of Meat Processing. 2022; 7 (1): 35–41. DOI: https://doi.org/10.21323/2414-438X-2022-7-1-35-41
7. Orkusz A. Edible insects versus meat – nutritional comparison: knowledge of their composition is the key to good health. Nutrients. 2021; 13 (4): 1207. DOI: https://doi.org/10.3390/nu13041207
8. Tang C., Yang D., Liao H. Edible insects as a food source: a review. Food Prod Process Nutr. 2019; 1: 8. DOI: https://doi.org/10.1186/s43014-019-0008-1
9. Van Huis A., Van Itterbeeck J., Klunder H., Mertens E., Halloran A., Muir G. Edible Insects. Future Prospects for Food and Feed Security (FAO). Rome: Food and Agriculture Organization of the United Nations, 2013: 187 р. ISBN: 9789251075951.
10. Williams J.P., Williams J.R., Kirabo A., Chester D., Peterson M. Nutrient content and health benefits of insects. In: T.D. Aaron, M.R. Juan, M. Guadalupe Rojas (eds). Insects as Sustainable Food Ingredients. 1st ed. Amsterdam: Academic Press; Elsevier, 2016: 61–8. DOI: https://doi.org/10.1016/b978-0-12-802856-8.00003-x
11. Payne C.L., Scarborough P., Rayner M., Nonaka K. Are edible insects more or less «healthy» than commonly consumed meats? A comparison using two nutrient profiling models developed to combat over- and undernutrition. Eur J Clin Nutr. 2016; 70 (3): 285–91. DOI: https://doi.org/10.1038/ejcn.2015.149
12. Perez-Santaescolastica C., de Pril I., van de Voorde I., Fraeye I. Fatty acid and amino acid profiles of seven edible insects: focus on lipid class composition and protein conversion factors. Foods. 2023; 12 (22): 4090. DOI: https://doi.org/10.3390/foods12224090
13. Zaytseva N.V., Zelenkin S.E., Suvorov D.V., Shur P.Z., Lir D.N., Cao Cong Khanh, et al. Comparative characteristics of the amino acid composition of protein from traditional sources and entomoprotein: calculated data. Voprosy pitaniia [Problems of Nutrition]. 2023; 92 (5): 39–47. DOI: https://doi.org/10.33029/0042-8833-2023-92-5-39-47 (in Russian)
14. Yi L., Lakemond C.M., Sagis L.M., Eisner-Schadler V., van Huis A., van Boekel M.A. Extraction and characterisation of protein fractions from five insect species. Food Chem. 2013; 141 (4): 3341–8. DOI: https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2013.05.115
15. Zhao X., Vázquez-Gutiérrez J.L., Johansson D.P., Landberg R., Langton M. Yellow mealworm protein for food purposes extraction and functional properties. PLoS One. 2016; 11 (2): e0147791. DOI: https://doi.org/10.1371/journal.pone.0147791
16. Gravel A., Doyen A. The use of edible insect proteins in food: challenges and issues related to their functional properties. Innov Food Sci Emerg Technol. 2020; 59: 102272. DOI: https://doi.org/10.1016/j.ifset.2019.102272
17. Hall F.G., Jones O.G., O’Haire M.E., Liceaga A.M., Functional properties of tropical banded cricket (Gryllodes sigillatus) protein hydrolysates. Food Chem. 2017; 224: 414–22. DOI: https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2016.11.138
18. Ma Z., Mondor M., Goycoolea Valencia F., Hernández-Álvarez A.J. Current state of insect proteins: extraction technologies, bioactive peptides and allergenicity of edible insect proteins. Food Funct. 2023; 14 (18): 8129–56. DOI: https://doi.org/10.1039/d3fo02865h
19. Kourimská L., Adámková A. Nutritional and sensory quality of edible insects. NFS J. 2016; 4: 22–6. DOI: https://doi.org/10.1016/j.nfs.2016.07.001
20. Sampat G., So-Min L., Chuleui J., Meyer-Rochow V. Nutritional composition of five commercial edible insects in South Korea. J Asia Pacific Entomol. 2017; 20 (2): 686–94. DOI: https://doi.org/10.1016/j.aspen.2017.04.003
21. Hasnan F.F.B., Feng Y., Sun T., Parraga K., Schwarz M., Zarei M. Insects as valuable sources of protein and peptides: production, functional properties, and challenges. Foods. 2023; 12 (23): 4243. DOI: https://doi.org/10.3390/foods12234243
22. Oliveira L., Pereira S., Dias K., Paes S., Grancieri M., Salinas J.L., et al. Nutritional content, amino acid profile, and protein properties of edible insects (Tenebrio molitor and Gryllus assimilis) powders at different stages of development. J Food Compos Anal. 2023; 125: 105804. DOI: https://doi.org/10.1016/j.jfca.2023.105804
23. Kröncke N., Benning R. Influence of dietary protein content on the nutritional composition of mealworm larvae (Tenebrio molitor L.). Insects. 2023; 14 (3): 261. DOI: https://doi.org/10.3390/insects14030261
24. Oliveira L. A., Dias K.A., Pereira S.M.S., Vicente L.C.O.S., Barnabé M.L.F., Lucia D.C. Digestibility and quality of edible insect proteins: a systematic review of in vivo studies. J Insects Food Feed. 2023; 9 (10): 1333–44. DOI: https://doi.org/10.3920/JIFF2022.0172
25. Bodwell C.E., Satterlee L.D., Hackler L.R. Protein digestibility of the same protein preparations by human and rat assays and by in vitro enzymic digestion methods. Am J Clin Nutr. 1980; 33 (3): 677–86. DOI: https://doi.org/10.1093/ajcn/33.3.677
26. de Castro R.J.S., Ohara A., Aguilar J.G., Domingues M.A.F. Nutritional, functional and biological properties of insect proteins: processes for obtaining, consumption and future challenges. Trends Food Sci Technol. 2018; 76: 82–9. DOI: https://doi.org/10.1016/j.tifs.2018.04.006
27. Meyer-Rochow V.B., Gahukar R.T., Ghosh S., Jung C. Chemical composition, nutrient quality and acceptability of edible insects are affected by species, developmental stage, gender, diet, and processing method. Foods. 2021; 10 (5): 1036. DOI: https://doi.org/10.3390/foods10051036
28. Giampieri F., Alvarez-Suarez J.M., Machì M., Cianciosi D., Navarro-Hortal M.D., Battino M. Edible insects: a novel nutritious, functional, and safe food alternative. Food Front. 2022; 3 (3): 358–65. DOI: https://doi.org/10.1002/fft2.167
29. Pilco-Romero G., Chisaguano-Tonato A.M., Herrera-Fontana M.E., Chimbo-Gándara L.F., Sharifi-Rad M., Giampieri F., et al. House cricket (Acheta domesticus): a review based on its nutritional composition, quality, and potential uses in the food industry. Trends Food Sci Technol. 2023; 142: 104226. DOI: https://doi.org/10.1016/j.tifs.2023.104226
30. Lopez M.G., Escamilla-Santana C., Barba De La Rosa A.P. Characteristics of maize flour tortilla supplemented with ground Tenebrio molitor larvae. J Agric Food Chem. 2002; 50 (1): 192–5. DOI: https://doi.org/10.1021/jf010691y
31. Barre A., Pichereaux C., Simplicien M., Burlet-Schiltz O., Benoist H., Rougé P. A proteomic- and bioinformatic-based identification of specific allergens from edible insects: probes for future detection as food ingredients. Foods. 2021; 10 (2): 280. DOI: https://doi.org/10.3390/foods10020280
32. Yi L., Van Boekel M.A.J.S., Boeren S. Protein identification and in vitro digestion of fractions from Tenebrio molitor. Eur Food Res Technol. 2016; 242: 1285–97. DOI: https://doi.org/10.1007/s00217-015-2632-6
33. Verhoeckx K.C.M., van Broekhoven S., den Hartog-Jager C.F., Gaspari M., de Jong G.A.H., Wichers H.J., et al. House dust mite (Der p 10) and crustacean allergic patients may react to food containing Yellow mealworm proteins. Food Chem Toxicol. 2014; 65: 364–73. DOI: https://doi.org/10.1016/j.fct.2013.12.049
34. Santé-Lhoutellier V., Engel E., Aubry L., Gatellier P. Effect of animal (lamb) diet and meat storage on myofibrillar protein oxidation and in vitro digestibility. Meat Sci. 2008; 79 (4): 777–83. DOI: https://doi.org/10.1016/j.meatsci.2007.11.011
35. Watabe S., Hashimoto K. Myosins from white and dark muscles of mackerel some physico-chemical and enzymatic properties. J Biochem. 1980; 87 (5): 1491–9. DOI: https://doi.org/10.1093/oxfordjournals.jbchem.a132890
36. Okagaki T., Takami M., Hosokawa K., Yano M., Higashi-Fujime S., Ooi A. Biochemical properties of ordinary and dark muscle myosin from carp skeletal muscle. J Biochem. 2005; 138 (3): 255–62. DOI: https://doi.org/10.1093/jb/mvi121
37. Fur-Chi C., Hsieh Y-H.P. Porcine troponin I: a thermostable species marker protein. Meat Sci. 2002; 61 (1): 55–60. DOI: https://doi.org/10.1016/S0309-1740(01)00162-0
38. De Gier S., Verhoeckx K. Insect (food) allergy and allergens. Mol Immunol. 2018; 100: 82–106. DOI: https://doi.org/10.1016/j.molimm.2018.03.015
39. Montowska M., Kowalczewski P.Ł., Rybicka I., Fornal E. Nutritional value, protein and peptide composition of edible cricket powders. Food Chem. 2019; 289: 130–8. DOI: https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2019.03.062
40. Nguyen M.N., Krutz N.L., Limviphuvadh V., Lopata A.L., Gerberick G.F., Maurer-Stroh S. AllerCatPro 2.0: a web server for predicting protein allergenicity potential. Nucleic Acids Res. 2022; 50 (W1): W36–W43. DOI: https://doi.org/10.1093/nar/gkac446
41. Sircar G., Sarkar D., Bhattacharya S.G., Saha S. Allergen databases. Methods Mol Biol. 2014; 1184: 165–81. DOI: https://doi.org/10.1007/978-1-4939-1115-8_9
42. Pelosi P., Calvello M., Ban L. Diversity of odorant-binding proteins and chemosensory proteins in insects. Chem Senses. 2005; 30 (1): i291–2. DOI: https://doi.org/10.1093/chemse/bjh229
43. Khurana T., Collison M., Chew F.T., Slater J.E. Blag 3: a novel allergen of German cockroach identified using cockroach-specific avian single-chain variable fragment antibody. Ann Allergy Asthma Immunol. 2014; 112 (2): 140–5. DOI: https://doi.org/10.1016/j.anai.2013.11.007
44. Broekman H.C.H.P., Knulst A.C., de Jong G., Gaspari M., den Hartog Jager C.F., Houben G.F., Verhoeckx K.C.M. Primary respiratory and food allergy to mealworm. J Allergy Clin Immunol. 2017; 140 (2): 600–3.e7. DOI: https://doi.org/10.1016/j.jaci.2017.01.035
45. Bose U., Broadbent J.A., Juhász A., Karnaneedi S., Johnston E.B., Stockwell S., et al. Comparison of protein extraction protocols and allergen mapping from black soldier fly Hermetia illucens. J Proteomics. 2022; 269: 104724. DOI: https://doi.org/10.1016/j.jprot.2022.104724
46. Leni G., Tedeschi T., Faccini A., Pratesi F., Folli C., Puxeddu I., et al. Shotgun proteomics, in-silico evaluation and immunoblotting assays for allergenicity assessment of lesser mealworm, black soldier fly and their protein hydrolysates. Sci Rep. 2020; 10 (1): 1–10. DOI: https://doi.org/10.1038/s41598-020-57863-5
47. Palmer L.K., Marsh J.T., Lu M., Goodman R.E., Zeece M.G., Johnson P.E. Shellfish tropomyosin IgE cross-reactivity differs among edible insect species. Mol Nutr Food Res. 2020; 64 (8): 1900923. DOI: https://doi.org/10.1002/mnfr.201900923
48. Van Broekhoven S., Bastiaan-Net S., de Jong N.W., Wichers H.J. Influence of processing and in vitro digestion on the allergic cross-reactivity of three mealworm species. Food Chem. 2016; 196: 1075–83. DOI: https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2015.10.033
49. Kamemura N., Sugimoto M., Tamehiro N., Adachi R., Tomonari S., Watanabe T., Mito T. Cross-allergenicity of crustacean and the edible insect Gryllus bimaculatus in patients with shrimp allergy. Mol Immunol. 2019; 106: 127–34. DOI: https://doi.org/10.1016/j.molimm.2018.12.015
50. Ribeiro J., Sousa-Pinto B., Fonseca J., Fonseca S.C., Cunha L. Edible insects and food safety: allergy. J Insects Food Feed. 2021; 7 (5): 833–47. DOI: https://doi.org/10.3920/JIFF2020.0065
51. Nugraha R., Kamath S.D., Johnston E., Karnaneedi S., Ruethers T., Lopata A.L. Conservation analysis of B-cell allergen epitopes to predict clinical cross-reactivity between shellfish and inhalant invertebrate allergens. Front Immunol. 2019; 10: 2676. DOI: https://doi.org/10.3389/fimmu.2019.02676
52. Ruethers T., Taki A.C., Johnston E.B., Nugraha R., Le T.T., Kalic T., et al. Seafood allergy: a comprehensive review of fish and shellfish allergens. Mol Immunol. 2018; 100: 28–57. DOI: https://doi.org/10.1016/j.molimm.2018.04.008
53. Hall F., Johnson P.E., Liceaga A. Effect of enzymatic hydrolysis on bioactive properties and allergenicity of cricket (Gryllodes sigillatus) protein. Food Chem. 2018; 262: 39–47. DOI: https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2018.04.058
54. Reese G., Ayuso R., Lehrer S.B. Tropomyosin: an invertebrate pan–allergen. Int Arch Allergy Immunol. 1999; 119 (4): 247–58. DOI: https://doi.org/10.1159/000024201
55. Srinroch C., Srisomsap C., Chokchaichamnankit D., Punyarit P., Phiriyangkul P. Identification of novel allergen in edible insect, Gryllus bimaculatus and its crossreactivity with Macrobrachium spp. Allergens. Food Chem. 2015; 184: 160–6. DOI: https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2015.03.094
56. Bose U., Broadbent J.A., Juhasz A., Karnaneedi S., Johnston E.B., Stockwell S., et al. Protein extraction protocols for optimal proteome measurement and arginine kinase quantitation from cricket Acheta domesticus for food safety assessment. Food Chem. 2021; 348: 129110. DOI: https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2021.129110
57. Lamberti C., Nebbia S., Cirrincione S., Brussino L., Giorgis V., Romito A., et al. Thermal processing of insect allergens and IgE cross-recognition in Italian patients allergic to shrimp, house dust mite and mealworm. Food Res Int. 2021; 148: 110567. DOI: https://doi.org/10.1016/j.foodres.2021.110567
58. Gromov D.A., Borisova A.V., Bakharev V.V. Food allergens and methods for producing hypoallergenic foods. Tekhnika i tekhnologiya pischevykh proizvodstv [Technique and Technology of Food Production]. 2021; 51 (2): 232–47. DOI: https://doi.org/10.21603/2074-9414-2021-2-232-247 (in Russian)

All articles in our journal are distributed under the CC BY-NC-ND 4.0 (Creative Commons Attribution-NonCommercial-NoDerivatives 4.0 International)

© GEOTAR-Media Publishing Group. The use of textual and illustrative content from this publication for the training of any artificial intelligence systems - including machine learning models and neural networks - is strictly prohibited without the prior written consent of the copyright holder.