Body composition and morphometric parameters of rats at the different provision levels with macro-and micronutrients

• Nadezhda V. Tyshko
• Nikolay S. Nikitin
• Angelina A. Stankevich
• Svetlana I. Shestakova
• Elvira O. Sadykova
• Marina D. Trebukh

Abstract

The modern trend to the food industry’s resource base expanding requires continuous improvement of safety assessment approaches of the novel food sources and the exploring of toxicological and allergological research updated algorithms, the development of in vivo, in vitro and in silico models, as well as the formation of specific biomarkers profiles and the establishment of physiological fluctuations ranges for the studied indicators. To increase the information content of toxicological studies and identify hidden negative effects associated with the novel food consumption, in vivo models of reducing the adaptive potential of laboratory animals were developed. The analysis of the data obtained in experiments using these alimentary models demonstrated the need to determine the norm boundaries of individual morphofunctional parameters.

The purpose of the study was to investigate the body composition and some morphometric parameters in rats against the background of key macro- and micronutrients’ deficiency in the diet.

Material and methods. The experiment lasting 64 days was carried out on 80 male Wistar rats with an initial body weight of 134.7±3.8 g. The animals were divided into 5 groups of 16 rats each: the control group received a standard semi-synthetic casein diet, the 1^st–4^th test groups were fed diets with a deficiency of protein, fat, carbohydrates and some micronutrients (vitamins B₁, B₂, B₃, B₆, iron and magnesium salts), respectively. Within the experiment gravimetric and morphological (histological and morphometric) studies of the liver, heart, kidneys, and testes were performed, so as the dynamics of the body’s component composition (by quantitative magnetic resonance using the EchoMRI 500 tissue analyzer) were studied.

Results. Dietary fat deficiency had the least effect on the weight and body composition of growing animals (the differences between the studied indicators and the control values were no more than 1%), carbohydrate deficiency led to a decrease in body weight by 11.4%, fat mass by 39.7%, lean mass and total water by 9.4%; micronutrient deficiency led to a decrease in body weight by 53.3%, fat mass by 96.4%, lean mass and total water by 51.0%; protein deficiency led to a decrease in body weight by 74.8%, fat mass by 97.0%, lean mass and total water by 73.5%, respectively (p<0.05). The sizes of the structural elements of the liver, heart, kidneys, and testes under diet deficiency of fat differed from the control by 1–9%; of carbohydrate – by 2–7%; micronutrients – by 8–56%, protein – by 14–65%, respectively. The most pronounced changes in body weight and composition, as well as the size of the structural elements of internal organs, were found in animals kept on diets deficient in protein and micronutrients.

Conclusion. Based on the data analysis the influence degree of the nutrients on the studied parameters was established. The most pronounced changes in body weight and composition, the mass of internal organs, as well as the size of the liver, heart, kidneys, and testes structural elements were found in animals kept on protein-deficient diet. The lack of micronutrients (vitamins B₁, B₂, B₃, B₆, iron and magnesium) was on the second place in terms of the impact degree on these indicators. The lack of fat and carbohydrates in the diet had virtually no effect on body composition and the microstructure of internal organs. Thus, the availability of protein and micronutrients plays a primary role for the complete morphogenesis of mammals at both the micro and macro levels.

Keywords: rats; alimentary model of adaptation potential reduction; macro- and micronutrients deficiency; body composition; morphometric studies; structural elements’ size of internal organs

Совершенствование технологий переработки продовольственного сырья является значимым драйвером развития ресурсной базы пищевой промышленности, во-первых, в аспекте перехода на производственные процессы замкнутого цикла с повышением эффективности использования исходной пищевой матрицы, а во-вторых, в аспекте употребления нетрадиционных видов сырья в качестве перспективных источников макро- и микронутриентов. Отсутствие истории пищевого применения у новых видов сырья обусловливает необходимость обязательной оценки их безопасности в рамках процедуры государственной регистрации, предшествующей выходу на рынок Евразийского экономического союза. Формирование системы оценки безопасности, позволяющей получить всестороннюю информацию об исследуемом продукте и гарантирующей отсутствие негативного воздействия на потребителей, представляет собой важное направление проводимой в опережающем режиме научной работы, интегрирующей накопленный опыт и современные междисциплинарные подходы [1]. Таким образом, расширение ресурсной базы пищевой промышленности требует непрерывного совершенствования подходов к оценке безопасности новых источников пищи и поиска современных алгоритмов токсикологических и аллергологических исследований, разработки моделей invivo, invitro и insilico, а также формирования профилей специфичных биомаркеров и установления диапазонов физиологических колебаний для изучаемых показателей.

Для повышения информативности токсикологических исследований и выявления скрытых негативных эффектов, связанных с употреблением пищевой продукции, на базе ФГБУН "ФИЦ питания и биотехнологии" была разработана модель снижения адаптационного потенциала лабораторных животных, рекомендованная для изучения объектов с неизвестной токсичностью, к которым, с определенной долей условности, может быть отнесена пищевая продукция нового вида. Принцип действия данной модели основан на снижении обеспеченности рациона витаминами группы В (В₁, В₂, В₃, В₆) и минеральными веществами (железом и магнием), участвующими в формировании адаптационного потенциала организма крыс, что способствует повышению чувствительности животных к воздействию негативных факторов [2]. Позднее была предложена новая формула нагрузочной алиментарной модели, основанная на снижении содержания белка в рационе и предназначенная для использования при оценке безопасности пищевых продуктов со сложным составом, затрудняющим формирование дефицита микронутриентов (например, содержащих витамины группы В, железо и магний) [3, 4].

Анализ данных, получаемых в экспериментах с использованием этих алиментарных моделей, продемонстрировал необходимость определения границ нормы отдельных морфофункциональных параметров, во-первых, для формирования оптимального перечня изучаемых показателей, демонстрирующих выраженное отклонение от нормы, во-вторых, для изучения влияния дефицита важнейших макро- и микронутриентов на рост и развитие млекопитающих на макро- (состав тела) и микроуровнях (размер структурных элементов тканей). Полученные результаты могут быть использованы в качестве "интегрированного контроля" для облегчения интерпретации результатов исследований с применением моделей снижения адаптационного потенциала подопытных животных.

Целью данной работы было изучение состава тела и некоторых морфометрических показателей у крыс на фоне дефицита ключевых макро- и микронутриентов в рационе.

Материал и методы

Исследования выполнены на крысах линии Вистар, полученных из питомника лабораторных животных Филиал "Столбовая" ФГБУН НЦБМТ ФМБА России. Эксперимент длительностью 64 дня проведен на 80 самцах с исходной массой тела 134,7±3,8 г (возраст ~35 дней). Животные были разделены на 5 групп по 16 крыс в каждой: контрольная группа получала стандартный полусинтетический казеиновый рацион (ПКР) (МУ 2.3.2.3388-16), 1-4-я основные группы - рационы с дефицитом белка, микронутриентов, углеводов и жира соответственно (табл. 1). Экспериментальные рационы крысы получали на протяжении всего срока исследований.

В рамках эксперимента проведены гравиметрические и морфологические исследования, изучена динамика компонентного состава тела.

Исследования компонентного состава тела проведены методом количественного магнитного резонанса с помощью тканевого анализатора состава тела EchoMRI 500 (EchoMRI LLC, США), позволяющего измерить полную жировую и нежировую массу тела, количество свободной воды и общий объем воды в организме живого животного массой менее 1100 г. Исследования проводили 2 раза в неделю. Компонентный состав тела измеряли в следующем режиме: жировая масса, тощая масса, общее количество воды, количество свободной воды (г), отдельно рассчитывали долю этих компонентов в организме (%).

Морфологические исследования, включавшие гистологическую и морфометрическую характеристику печени, сердца, почек и семенников, проводили общепринятыми методами [5]. Гистологические препараты изучали в световом микроскопе Axio Imager Z1 (Сarl Zeiss, ФРГ), для фотосъемки использовали цифровую фотокамеру AxioCam HRc (Сarl Zeiss, ФРГ), морфометрию проводили с помощью программного обеспечения AxioVision Rel.4.8 (Сarl Zeiss, ФРГ) с применением калибровочного слайда X/Y (Микромед, цена деления шкалы - 0,01 мм). Материалом для морфометрических исследований являлись ткани левой доли печени, корковое вещество почек, миокард левого желудочка сердца, извитые канальцы семенников, окрашенные гематоксилином и эозином. В семенниках определяли диаметр извитых семенных канальцев и их количество в поле зрения при увеличении ×50, измеряли диаметр 10 канальцев для каждого животного при увеличении ×100. В миокарде сердца измеряли ширину кардиомиоцитов и их ядер в количестве 10 для каждого животного при увеличении ×100. В почках рассчитывали площадь почечного тельца и сосудистого клубочка по формуле S=1/4πd² (мкм²), определяли диаметр проксимальных почечных канальцев, диаметр просвета и высоту составляющих их эпителиоцитов (мкм) по 10 единиц на каждое животное при увеличении ×100. В печени определяли диаметр ядер гепатоцитов и диаметр всей клетки (мкм), размер цитоплазмы рассчитывали, вычитая диаметр ядра из диаметра клетки, с каждого микропрепарата анализировали по 10 клеток центральной и периферической зоны дольки от каждого животного, всего было проанализировано по 200 гепатоцитов в каждой группе при увеличении ×100.

Работу с животными проводили в соответствии с ГОСТ 33215-2014 "Руководство по содержанию и уходу за лабораторными животными. Правила оборудования помещений и организации процедур" и ГОСТ 33216-2014 "Руководство по содержанию и уходу за лабораторными животными. Правила содержания и ухода за лабораторными грызунами и кроликами" с соблюдением требований Руководства OECD по этическому обращению с лабораторными животными ENV/JM/MONO(2000)7 и с одобрения локального этического комитета. Крыс содержали в пластиковых клетках с древесной подстилкой (по 2 особи в одной клетке), в отапливаемом (температурный режим +21-23 °С) и вентилируемом помещении с естественным освещением, доступ к корму и воде - ad libitum. В течение эксперимента вели ежедневные наблюдения за внешним видом, поведением, поедаемостью корма и общим состоянием животных, массу тела крыс измеряли дважды в неделю. Отбор материала для морфологических и гравиметрических исследований внутренних органов проводили на 64-й день эксперимента, из каждой группы использовали по 10 крыс.

Статистическую обработку проводили с использованием пакетов программ Microsoft Excel 13.0. и Statistica. Была проведена оценка на нормальность распределения (критерий Смирнова-Колмогорова) и равенство дисперсий (критерий Кохрена). Для параметрического анализа был использован критерий Тьюки, для непараметрического - критерий Дункана. Сравнение количественных признаков, не удовлетворяющих условиям нормального распределения и равенству дисперсий, проводили с использованием рангового двухфакторного дисперсионного анализа. Критический уровень значимости нулевой статистической гипотезы (p) принимали равным 0,05. Данные представлены в виде M±m, где М - среднее арифметическое, m - ошибка среднего арифметического [6].

В соответствии со структурой исследования проведено сравнение количественных признаков контрольной и основных групп.

Результаты и обсуждение

Физический статус крыс контрольной (стандартный ПКР) и 2-4-й основных групп ("дефицит микронутриентов", "дефицит углеводов", "дефицит жира" соответственно) был удовлетворительным, по внешнему виду, качеству шерстного покрова, поведению различий между группами не отмечено. Состояние самцов 1-й основной группы ("дефицит белка") было неудовлетворительным, начиная с 14-го дня эксперимента у крыс наблюдалась склонность к конъюнктивитам и ринитам (выражалось в покраснении слизистых оболочек носа и глаз, к концу эксперимента 25% крыс страдали тяжелой формой блефарита с полным слипанием век), у 25% животных также отмечены баланопоститы. На 25-й день эксперимента зафиксирована гибель 1 крысы в этой группе (до конца эксперимента дожили 15 из 16 самцов), при проведении постмортальной некропсии зафиксированы патологические изменения, характерные для кахексии: истощение висцеральной и подкожной жировой ткани, атрофия всех групп скелетных мышц, уменьшение размеров внутренних органов и др.

Поедаемость корма крысами контрольной группы на протяжении эксперимента составляла 15-27 г, 1-й основной группы - 10-14 г, 2-й основной группы - 13-18 г, 3-й и 4-й основных групп - 15-30 г. Динамика массы тела животных контрольной группы соответствовала возрастной норме, масса тела крыс 3-й и 4-й основных групп в конце эксперимента была на 11% (p<0,05) и 1% (p>0,05) ниже, чем у контрольных животных, оставаясь в пределах нормы, масса тела крыс в 1-й и 2-й основных группах была на 75 и 53% (p<0,05) ниже контроля, значительно выходя за пределы физиологических значений (рис. 1А).

Как показано на рис. 1, отличия массы тела крыс основных групп от контроля убывали в ряду "дефицит белка" → "дефицит микронутриентов" → "дефицит углеводов" → "дефицит жира"; отличия тощей массы (рис. 1Б) и содержания общей воды (рис. 1В) демонстрировали сходную динамику. По содержанию жира в конце эксперимента группы "дефицит белка" и "дефицит микронутриентов" были на одном уровне (рис. 1Г), отличия содержания жира в основных группах от контрольных значений убывали в ряду "дефицит белка" = "дефицит микронутриентов" → "дефицит углеводов" → "дефицит жира".

Для упрощения оценки степени изменений изученных показателей результаты были обобщены на графиках, где значение каждого показателя в контрольной группе принято за 100% (на графике соответствуют нулю по оси абсцисс), а процентные отличия от контроля в анализируемых группах представлены в виде столбиков (рис. 2).

Как видно из данных, представленных на рис. 2, наименьшее влияние на массу и состав тела растущих животных оказывал дефицит жира в рационе (отличия изученных показателей от контрольных значений составляли не более 1,5%), дефицит углеводов приводил к снижению массы тела на 11,4% (p<0,05), массы жира - на 39,7% (p<0,05), тощей массы и общей воды - на 9,4% (p<0,05); дефицит микронутриентов приводил к снижению массы тела на 53,3% (p<0,05), массы жира - на 96,4% (p<0,05), тощей массы и общей воды - на 51,0% (p<0,05); дефицит белка приводил к снижению массы тела на 74,8% (p<0,05), массы жира - на 97,0% (p<0,05), тощей массы и общей воды - на 73,5% (p<0,05) соответственно.

Таким образом, наиболее выраженные изменения массы и состава тела выявлены у животных, содержавшихся на рационах, дефицитных по белку, витаминам В₁, В₂, В₃, В₆ и минеральным веществам (Fe³⁺ и Mg²⁺).

Абсолютные массы сердца, почек и семенников коррелировали со значениями массы тела, отличия от контроля также убывали в ряду "дефицит белка" → "дефицит микронутриентов" → "дефицит углеводов" → "дефицит жира" (рис. 3, табл. 2). Абсолютные массы печени - в ряду "дефицит микронутриентов" → "дефицит белка" → "дефицит углеводов" → "дефицит жира" (см. рис. 3, табл. 2), что связано с жировой дистрофией печени у крыс в 1-й основной группе, получавшей рацион с дефицитом белка, в результате чего масса печени была выше, несколько нарушая распределение различий между группами.

Морфологические исследования печени продемонстрировали сохранение микроструктуры органа у животных контрольной и 2-4-й основных групп, структура печеночных долек, тяжей гепатоцитов не изменена (рис. 4). У крыс, получавших рацион с дефицитом белка, отмечены признаки жировой дистрофии печени, выражавшиеся в неоднородности цитоплазмы и содержании липидных включений (рис. 5). Развитие жировой дистрофии печени было ожидаемым при данных условиях эксперимента, поскольку на фоне дефицита белка нарушается метаболизм фосфолипидов и липопротеидов [7], в частности снижается синтез апопротеинов, связанных с транспортом триглицеридов, что приводит к перегрузке гепатоцитов триглицеридами и развитию алипотропного ожирения печени, нарушающего ее функцию [8].

Анализ гистологических препаратов почек не выявил различий между контрольной и основными группами, сохранено нормальное микроскопическое строение, какие-либо выраженные морфологические изменения отсутствовали (рис. 6).

Исследование миокарда левого желудочка также не выявило выраженных различий между группами. Стенка сердца имела обычное строение, кардиомиоциты в миокарде желудочков вытянутой цилиндрической формы, расположены в виде плотно упакованных параллельных пучков или в пучках с различной ориентацией, с различимыми продольной и поперечной исчерченностью, без патологической изменений. Между кардиомиоцитами находилась интестициальная соединительная ткань, содержащая небольшое количество кровеносных капилляров (рис. 7).

Семенники крыс контрольной и 2-4-й основных групп имели классическое гистологическое строение: многочисленные извитые семенные канальцы округлой формы располагались плотно друг к другу, в пространствах между ними находились кровеносные сосуды. Эпителиосперматогенный слой, представленный рядами сперматогенных клеток на различных стадиях дифференцировки, заполняющими весь его просвет, плотно прилегал к базальной мембране стенки канальца (рис. 8). У крыс 1-й основной группы, получавших рацион с дефицитом белка, в большинстве канальцев были отмечены признаки атрофии сперматогенного эпителия (тубулярная атрофия), выражавшиеся в отсутствии или уменьшении количества элементов сперматогенного эпителия (рис. 9).

Таким образом, при обзорных гистологических исследованиях внутренних органов выраженные изменения выявлены в печени и семенниках животных, подвергавшихся воздействию дефицита белка.

Морфометрические исследования сердца продемонстрировали снижение размеров кардиомиоцитов у крыс основных групп в ряду "дефицит жира" → "дефицит углеводов" → "дефицит микронутриентов" → "дефицит белка" (рис. 10, табл. 3); почек - снижение площади почечных телец в ряду "дефицит углеводов" → "дефицит жира" → "дефицит микронутриентов" → "дефицит белка"; семенников - снижение диаметров канальцев в ряду "дефицит углеводов" → "дефицит жира" → "дефицит микронутриентов" → "дефицит белка"; печени - снижение размеров гепатоцитов в ряду "дефицит жира" → "дефицит углеводов" → "дефицит микронутриентов" = "дефицит белка" (рис. 13, см. табл. 3). Вероятно, размер гепатоцитов у крыс 1-й основной группы, получавших рацион с дефицитом белка, не демонстрировал наблюдавшуюся в других органах тенденцию отличий от контрольного уровня из-за жировой дистрофии печени, накопление липидов в гепатоцитах способствовало некоторому увеличению их размера.

Сравнение результатов морфометрических исследований печени, сердца, почек и семенников с данными научной литературы свидетельствует о сходстве размеров изученных структурных элементов у половозрелых крыс, получавших оптимальную обеспеченность эссенциальными веществами (см. табл. 3).

Заключение

Таким образом, наименьшее влияние на размеры структурных элементов печени, сердца, почек и семенников оказывали рационы с дефицитом углеводов и жира, наибольшее - рационы с дефицитом белка и микронутриентов: в условиях дефицита жира отличия изученных показателей от контрольных значений варьировали в диапазоне 1-9%; углеводов - в диапазоне 2-7%; микронутриентов - 8-56%, белка - 14-65% соответственно. Установлены размеры элементов микроструктуры внутренних органов крыс в условиях дефицита нутриентов: клеток печени и сердца, а также структурно-функциональных образований (почечных телец и канальцев) почек и семенников. С учетом полученных ранее результатов оценки влияния токсических факторов на размеры гепатоцитов крыс, потреблявших рационы со сниженным содержанием микронутриентов [33], морфометрические исследования печени могут быть рекомендованы для включения в перечень обязательных при использовании алиментарных моделей снижения адаптационного потенциала, основанных на дефиците микронутриентов.

На основании анализа состава тела и результатов морфометрических исследований растущих крыс при разных уровнях обеспеченности рационов белком, жирами, углеводами и микронутриентами была установлена степень влияния нутриентов на изучаемые показатели. Наиболее выраженные изменения массы и состава тела, массы внутренних органов, а также размеров структурных элементов печени, сердца, почек и семенников выявлены у животных, содержавшихся на рационах, дефицитных по белку; недостаток микронутриентов (витаминов В₁, В₂, В₃, В₆, солей железа и магния) по степени воздействия на эти показатели находился на втором месте. Дефицит жира и углеводов в рационе практически не оказывал воздействия на состав тела и микроструктуру внутренних органов. Таким образом, обеспеченность белком и микронутриентами играет первостепенную роль для полноценного морфогенеза млекопитающих как на микро-, так и на макроуровне.

References

1. Tyshko N.V., Sadykova E.O. Regulation of genetically modified food use in the Russian Federation. Food Nutr. Sci. 2016; 7: 743–51. DOI: https://doi.org/10.4236/fns.2016.79075
2. Tyshko N.V., Sadykova E.O., Timonin A.N., Shestakova S.I., Trebukh M.D., Pashorina V.A. Modification of vitamin-mineral diet composition as a model of adaptive potential reducing in laboratory animals. Voprosy pitaniia [Problems of Nutrition]. 2016; 85 (6): 64–71. DOI: https://doi.org/10.24411/0042-8833-2016-00079 (in Russian)
3. Shestakova S.I., Stankevich A.A., Kotova D.S., Trebukh M.D., Nikitin N.S., Sadykova E.O., et al. Rats’ reproductive function under toxic load against the background of protein deficiency. Voprosy pitaniia [Problems of Nutrition]. 2024; 93 (5): 85–93. DOI: https://doi.org/10.33029/0042-8833-2024-93-5-85-93 (in Russian)
4. Tyshko N.V., Nikitin N.S., Shestakova S.I., Stankevich A.A., Mustafina O.K., Guseva G.V., et al. Modulation of the adaptive capacity of growing rats through modification of the protein content in the diet. Bull Exp Biol Med. 2025; 178 (5): 666–9. DOI: https://doi.org/10.1007/s10517-025-06394-y
5. Korzhevsky D.E. (ed.). Morphological diagnostics. Preparation of material for histological examination and electron microscopy. Saint Petersburg: SpetsLit, 2013: 128 p. ISBN: 978-5-299-00569-1. (in Russian)
6. Riffenburgh R.H., Gillen D.L. Statistics in Medicine. Elsevier; Academic Press. 2020: 822 p. ISBN: 9780128153284.
7. Musso G., Gambino R., Cassader M. Non-alcoholic fatty liver disease from pathogenesis to management: an update. Obes Rev. 2010; 11 (6): 430–45. DOI: https://doi.org/10.1111/j.1467-789X.2009.00657.x
8. Nechaeva G.I., Druk I.V., Lyalyukova E.A. Protein-energy malnutrition in clinical practice. Eksperimental’naya i klinicheskaya gastoenterologiya [Experimental and Clinical Gastroenterology]. 2013; (7): 23–6. (in Russian)
9. Sertoli E. The structure of seminiferous tubules and the development of spermatids in rats. Biol Reprod. 2018; 99 (3): 482–503. DOI: https://doi.org/10.1093/biolre/ioy134
10. Dasiman R., Abd Malek M., Bahari E.A., Zakaria F.N., Hashim N.K., Samsuddin A., et al. Effect of Croton caudatus Geiseler aqueous root extract on reproductive and biochemical parameters in male Wistar rats. Indones Biomed J. 2020; 12 (3): 251–60. DOI: https://doi.org/10.18585/inabj.v12i3.1186
11. Utomo B., Daningtia N.R., Yuliani G.A., Yuniarti W.M. Effects of a standardized 40% ellagic acid pomegranate (Punica granatum L.) extract on seminiferous tubule histopathology, diameter, and epithelium thickness in albino Wistar rats after heat exposure. Vet World. 2019; 12 (8): 1261–5. DOI: https://doi.org/10.14202/vetworld.2019.1261-1265
12. Aledani T.H.W., Al-Hayder M.N., Al-Mayyahi R.S. Severe deterioration in sperm parameters and testes of rats administered naproxen and diclofenac at pre-puberty: an experimental study. Int J Reprod Biomed. 2022; 20: 831–40. DOI: https://doi.org/10.18502/ijrm.v20i10.12267
13. Ahmed M., Al-Daghri N., Alokail M.S., Hussain T. Potential changes in rat spermatogenesis and sperm parameters after inhalation of Boswellia papyrifera and Boswellia carterii incense. Int J Environ Res Public Health. 2013; 10: 830–44. DOI: https://doi.org/10.3390/ijerph1003083
14. Auchampach J., Han L., Huang G.N., Kühn B., Lough J.W., O’Meara C.C., et al. Measuring cardiomyocyte cell-cycle activity and proliferation in the age of heart regeneration. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 2022; 322 (4): 579–96. DOI: https://doi.org/.1152/ajpheart.00666.2021
15. Danilova I.G., Sarapultsev P.A., Medvedeva S.U., Gette I.F., Bulavintceva T.S., Sarapultsev A.P. Morphological restructuring of myocardium during the early phase of experimental diabetes mellitus. Anat Rec (Hoboken). 2015; 298 (2): 396–407. DOI: https://doi.org/10.1002/ar.23052
16. Brayson D., Ehler E., dos Remedios C.G., Shanahan C.M. Analysis of cardiomyocyte nuclei in human cardiomyopathy reveals orientation dependent defects in shape. medRxiv. 2020; 8: 14.20168310. DOI: https://doi.org/10.1101/2020.08.14.20168310
17. Deschepper C.F., Picard S., Thibault G., Touyz R., Rouleau J.L. Characterization of myocardium, isolated cardiomyocytes, and blood pressure in WKHA and WKY rats. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 2002; 282: H149–55. DOI: https://10.1152/ajpheart.00672.2001.0363-6135/02
18. Umar S., de Visser Y.P., Steendijk P., Schutte C.I., Laghmani E.H., Wagenaar G.T., et al. Allogenic stem cell therapy improves right ventricular function by improving lung pathology in rats with pulmonary hypertension. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 2009; 297: H1606–16. DOI: https://doi.org/10.1152/ajpheart.00590.2009
19. Quintão Júnior J.F., Natali A.J., Carneiro Júnior M.A., Castro C.A.D., Drummond L.R., Lavorato V.N., et al. Morphology and contractility in cardiomyocytes of rats with low exercise performance. Arq Bras Cardiol. 2012; 98: 431–6. DOI: https://doi.org/10.1590/S0066-782X2012005000036
20. Ibrahim K.G., Chivandi E., Nkomozepi P., Erlwanger K.H. Neonatal orally administered curcumin: impact on the metabolic response and renal histology of Sprague-Dawley rats fed a high-fructose diet until adolescence. Bull Natl Res Centr. 2022; 46 (1): 153. DOI: doi.org/10.1186/s42269-022-00845-6
21. Kose F., Orhan I., Beyaz F., Poscu O.T., Alan A., Duzler A. A comparative study on kidney morphology of Anatolian ground squirrels, rabbits and rats. Microsc Res Tech. 2024; 88 (5): 1409–21. DOI: https://doi.org/10.22541/au.172521897.77050401/v1
22. Ozdemir O., Akalin P. P., Baspinar N., Hatipoglu F. Pathological changes in the acute phase of streptozotocin-induced diabetic rats. Bull Vet Inst Pulawy. 2009; 53 (4): 783–90.
23. Suttie A.W., Boorman G.A., Leininger J.R., Eustis S.L., Elwell M.R., MacKenzie W.F., et al. Boorman’s Pathology of the Rat. Reference and Atlas. 2nd ed. Academic Press, 2018: 748 p.
24. Kotyk T., Dey N., Ashour A.S., Balas-Timar D., Chakraborty S., Ashour A.S., et al. Measurement of glomerulus diameter and Bowman’s space width of renal albino rats. Comput Methods Programs Biomed. 2016; 126: 143–53.
25. Wang D., Guo Y., Li Y., Wen X., Yang Z. A Stereological study of key histological structures in the kidneys of rats from young to old age. Int J Clin Urol. 2021; 5 (2): 94–107. DOI: https://doi.org/10.11648/j.ijcu.20210502.19
26. Aličelebić S. Proximal convoluted tubules of the rats kidney – a stereological analysis. Bosn J Basic Med Sci. 2002; 3 (1): 36–9.
27. Ortega-Martinez M., Gutierrez-Davila V., Gutierrez-Arenas E., Niderhauser-Garcia A., Cerda-Flores R.M., Jaramillo-Rangel G. The convoluted tubules of the nephron must be considered elliptical, and not circular, in stereological studies of the kidney. Kidney Blood Press Res. 2021; 46: 229–35. DOI: https://doi.org/10.1159/000515051
28. Morozov D., Parvin N., Charlton J.R., Bennett K.M. Mapping kidney tubule diameter ex vivo by diffusion MRI. Am J Physiol Renal Physiol. 2021; 320 (5): F934–46. DOI: https://doi.org/10.1152/ajprenal.00369.2020
29. Kumaran G.K., Hanukoglu I. Identification and classification of epithelial cells in nephron segments by actin cytoskeleton patterns. FEBS J. 2020; 287 (6): 1176–94. DOI: https://doi.org/10.1111/febs.15088
30. Rosioru C., Talu S., Talu M., Giovanzana S., Craciun C. Morphometric assessments for the healthy rat hepatocytes. Ann Rom Soc Cell Biol. 2012; 17 (1): 74–9. URL: https://www.researchgate.net/publication/268408535
31. Prawitasari S., Saraswati T.R., Tana S. Liver histological structure of rats (Rattus norvegicus) in the lactation period after supplemented with organic quail eggs. J Phys Conf Ser. 2019; 1217: 012154. DOI: https://doi.org/10.1088/1742-6596/1217/1/012154
32. Yanko R., Chaka E., Levashov M. Morphofunctional changes in the rat’s liver of different ages after L-methionine administration. J Educ Health Sport. 2022; 12 (1): 125–37. DOI: https://doi.org/10.12775/JEHS.2022.12.01.010
33. Nikitin N.S., Tyshko N.V. Rats’ liver morphological features under conditions of different supply with vitamins and minerals. Voprosy pitaniia [Problems of Nutrition]. 2023; 92 (5): 70–9. DOI: https://doi.org/10.33029/0042-8833-2023-92-5-70-79 (in Russian)

All articles in our journal are distributed under the CC BY-NC-ND 4.0 (Creative Commons Attribution-NonCommercial-NoDerivatives 4.0 International)

© GEOTAR-Media Publishing Group. The use of textual and illustrative content from this publication for the training of any artificial intelligence systems - including machine learning models and neural networks - is strictly prohibited without the prior written consent of the copyright holder.