Состав тела и морфометрические показатели крыс при разных уровнях обеспеченности макро- и микронутриентами

Тышко Надежда Валерьевна; Никитин Николай Сергеевич; Станкевич Ангелина Андреевна; Шестакова Светлана Игоревна; Садыкова Эльвира Олеговна; Требух Марина Дмитриевна

Резюме

Современный тренд на расширение ресурсной базы пищевой промышленности требует непрерывного совершенствования подходов к оценке безопасности новых источников пищи и поиска современных алгоритмов токсикологических и аллергологических исследований, разработки моделей in vivo, in vitro и in silico, а также формирования профилей специфичных биомаркеров и установления диапазонов физиологических колебаний для изучаемых показателей. Для повышения информативности токсикологических исследований и выявления скрытых негативных эффектов, связанных с употреблением пищевой продукции, были разработаны in vivo модели снижения адаптационного потенциала экспериментальных животных. Анализ данных, получаемых в экспериментах с использованием этих алиментарных моделей, продемонстрировал необходимость определения границ нормы отдельных морфофункциональных параметров.

Цель исследования - изучение состава тела и некоторых морфометрических показателей у крыс на фоне дефицита ключевых макро- и микронутриентов в рационе.

Материал и методы. Эксперимент длительностью 64 дня проведен на 80 крысах-самцах линии Вистар с исходной массой тела 134,7±3,8 г. Животные были разделены на 5 групп по 16 крыс в каждой: контрольная группа получала стандартный полусинтетический рацион (на основе казеина), 1-4-я основные группы получали рационы с дефицитом белка, жира, углеводов и ряда микронутриентов (витамины В₁, В₂, В₃, В₆, соединения железа и магния) соответственно. В рамках эксперимента выполнены гравиметрические и морфологические исследования печени, сердца, почек и семенников (гистологическая и морфометрическая характеристика), изучена динамика компонентного состава тела (методом количественного магнитного резонанса с помощью тканевого анализатора состава тела).

Результаты. Наименьшее влияние на массу и состав тела растущих животных оказывал дефицит жира в рационе (отличия изученных показателей от контрольных значений не превышали 1,5%), дефицит углеводов приводил к снижению массы тела на 11,4%, массы жира - на 39,7%, тощей массы и общей воды - на 9,4%; дефицит микронутриентов приводил к снижению массы тела на 53,3%, массы жира - на 96,4%, тощей массы и общей воды - на 51,0%; дефицит белка приводил к снижению массы тела на 74,8%, массы жира - на 97,0%, тощей массы и общей воды - на 73,5% соответственно (p<0,05). Размеры структурных элементов печени, сердца, почек и семенников в условиях дефицита жира отличались от контроля на 1-9%; дефицита углеводов - на 2-7%; микронутриентов - на 8-56%, белка - на 14-65% соответственно. Самые выраженные изменения массы и состава тела, а также размеров структурных элементов внутренних органов выявлены у животных, содержавшихся на рационах, дефицитных по белку и микронутриентам.

Заключение. На основании проведенных исследований была установлена степень влияния нутриентов на изучаемые показатели. Наиболее выраженные изменения массы и состава тела, массы внутренних органов, а также размеров структурных элементов печени, сердца, почек и семенников выявлены у животных, содержавшихся на рационах, дефицитных по белку; недостаток микронутриентов (витаминов В₁, В₂, В₃, В₆, железа и магния) по степени воздействия на эти показатели находился на втором месте. Дефицит жира и углеводов в рационе практически не оказывал воздействия на состав тела и микроструктуру внутренних органов. Таким образом, обеспеченность белком и микронутриентами играет первостепенную роль для полноценного морфогенеза млекопитающих как на микро-, так и на макроуровне.

Ключевые слова: крысы; алиментарная модель снижения адаптационного потенциала; дефицит макро- и микронутриентов; состав тела; морфометрические исследования; размер структурных элементов внутренних органов

Совершенствование технологий переработки продовольственного сырья является значимым драйвером развития ресурсной базы пищевой промышленности, во-первых, в аспекте перехода на производственные процессы замкнутого цикла с повышением эффективности использования исходной пищевой матрицы, а во-вторых, в аспекте употребления нетрадиционных видов сырья в качестве перспективных источников макро- и микронутриентов. Отсутствие истории пищевого применения у новых видов сырья обусловливает необходимость обязательной оценки их безопасности в рамках процедуры государственной регистрации, предшествующей выходу на рынок Евразийского экономического союза. Формирование системы оценки безопасности, позволяющей получить всестороннюю информацию об исследуемом продукте и гарантирующей отсутствие негативного воздействия на потребителей, представляет собой важное направление проводимой в опережающем режиме научной работы, интегрирующей накопленный опыт и современные междисциплинарные подходы [1]. Таким образом, расширение ресурсной базы пищевой промышленности требует непрерывного совершенствования подходов к оценке безопасности новых источников пищи и поиска современных алгоритмов токсикологических и аллергологических исследований, разработки моделей invivo, invitro и insilico, а также формирования профилей специфичных биомаркеров и установления диапазонов физиологических колебаний для изучаемых показателей.

Для повышения информативности токсикологических исследований и выявления скрытых негативных эффектов, связанных с употреблением пищевой продукции, на базе ФГБУН "ФИЦ питания и биотехнологии" была разработана модель снижения адаптационного потенциала лабораторных животных, рекомендованная для изучения объектов с неизвестной токсичностью, к которым, с определенной долей условности, может быть отнесена пищевая продукция нового вида. Принцип действия данной модели основан на снижении обеспеченности рациона витаминами группы В (В₁, В₂, В₃, В₆) и минеральными веществами (железом и магнием), участвующими в формировании адаптационного потенциала организма крыс, что способствует повышению чувствительности животных к воздействию негативных факторов [2]. Позднее была предложена новая формула нагрузочной алиментарной модели, основанная на снижении содержания белка в рационе и предназначенная для использования при оценке безопасности пищевых продуктов со сложным составом, затрудняющим формирование дефицита микронутриентов (например, содержащих витамины группы В, железо и магний) [3, 4].

Анализ данных, получаемых в экспериментах с использованием этих алиментарных моделей, продемонстрировал необходимость определения границ нормы отдельных морфофункциональных параметров, во-первых, для формирования оптимального перечня изучаемых показателей, демонстрирующих выраженное отклонение от нормы, во-вторых, для изучения влияния дефицита важнейших макро- и микронутриентов на рост и развитие млекопитающих на макро- (состав тела) и микроуровнях (размер структурных элементов тканей). Полученные результаты могут быть использованы в качестве "интегрированного контроля" для облегчения интерпретации результатов исследований с применением моделей снижения адаптационного потенциала подопытных животных.

Целью данной работы было изучение состава тела и некоторых морфометрических показателей у крыс на фоне дефицита ключевых макро- и микронутриентов в рационе.

Материал и методы

Исследования выполнены на крысах линии Вистар, полученных из питомника лабораторных животных Филиал "Столбовая" ФГБУН НЦБМТ ФМБА России. Эксперимент длительностью 64 дня проведен на 80 самцах с исходной массой тела 134,7±3,8 г (возраст ~35 дней). Животные были разделены на 5 групп по 16 крыс в каждой: контрольная группа получала стандартный полусинтетический казеиновый рацион (ПКР) (МУ 2.3.2.3388-16), 1-4-я основные группы - рационы с дефицитом белка, микронутриентов, углеводов и жира соответственно (табл. 1). Экспериментальные рационы крысы получали на протяжении всего срока исследований.

В рамках эксперимента проведены гравиметрические и морфологические исследования, изучена динамика компонентного состава тела.

Исследования компонентного состава тела проведены методом количественного магнитного резонанса с помощью тканевого анализатора состава тела EchoMRI 500 (EchoMRI LLC, США), позволяющего измерить полную жировую и нежировую массу тела, количество свободной воды и общий объем воды в организме живого животного массой менее 1100 г. Исследования проводили 2 раза в неделю. Компонентный состав тела измеряли в следующем режиме: жировая масса, тощая масса, общее количество воды, количество свободной воды (г), отдельно рассчитывали долю этих компонентов в организме (%).

Морфологические исследования, включавшие гистологическую и морфометрическую характеристику печени, сердца, почек и семенников, проводили общепринятыми методами [5]. Гистологические препараты изучали в световом микроскопе Axio Imager Z1 (Сarl Zeiss, ФРГ), для фотосъемки использовали цифровую фотокамеру AxioCam HRc (Сarl Zeiss, ФРГ), морфометрию проводили с помощью программного обеспечения AxioVision Rel.4.8 (Сarl Zeiss, ФРГ) с применением калибровочного слайда X/Y (Микромед, цена деления шкалы - 0,01 мм). Материалом для морфометрических исследований являлись ткани левой доли печени, корковое вещество почек, миокард левого желудочка сердца, извитые канальцы семенников, окрашенные гематоксилином и эозином. В семенниках определяли диаметр извитых семенных канальцев и их количество в поле зрения при увеличении ×50, измеряли диаметр 10 канальцев для каждого животного при увеличении ×100. В миокарде сердца измеряли ширину кардиомиоцитов и их ядер в количестве 10 для каждого животного при увеличении ×100. В почках рассчитывали площадь почечного тельца и сосудистого клубочка по формуле S=1/4πd² (мкм²), определяли диаметр проксимальных почечных канальцев, диаметр просвета и высоту составляющих их эпителиоцитов (мкм) по 10 единиц на каждое животное при увеличении ×100. В печени определяли диаметр ядер гепатоцитов и диаметр всей клетки (мкм), размер цитоплазмы рассчитывали, вычитая диаметр ядра из диаметра клетки, с каждого микропрепарата анализировали по 10 клеток центральной и периферической зоны дольки от каждого животного, всего было проанализировано по 200 гепатоцитов в каждой группе при увеличении ×100.

Работу с животными проводили в соответствии с ГОСТ 33215-2014 "Руководство по содержанию и уходу за лабораторными животными. Правила оборудования помещений и организации процедур" и ГОСТ 33216-2014 "Руководство по содержанию и уходу за лабораторными животными. Правила содержания и ухода за лабораторными грызунами и кроликами" с соблюдением требований Руководства OECD по этическому обращению с лабораторными животными ENV/JM/MONO(2000)7 и с одобрения локального этического комитета. Крыс содержали в пластиковых клетках с древесной подстилкой (по 2 особи в одной клетке), в отапливаемом (температурный режим +21-23 °С) и вентилируемом помещении с естественным освещением, доступ к корму и воде - ad libitum. В течение эксперимента вели ежедневные наблюдения за внешним видом, поведением, поедаемостью корма и общим состоянием животных, массу тела крыс измеряли дважды в неделю. Отбор материала для морфологических и гравиметрических исследований внутренних органов проводили на 64-й день эксперимента, из каждой группы использовали по 10 крыс.

Статистическую обработку проводили с использованием пакетов программ Microsoft Excel 13.0. и Statistica. Была проведена оценка на нормальность распределения (критерий Смирнова-Колмогорова) и равенство дисперсий (критерий Кохрена). Для параметрического анализа был использован критерий Тьюки, для непараметрического - критерий Дункана. Сравнение количественных признаков, не удовлетворяющих условиям нормального распределения и равенству дисперсий, проводили с использованием рангового двухфакторного дисперсионного анализа. Критический уровень значимости нулевой статистической гипотезы (p) принимали равным 0,05. Данные представлены в виде M±m, где М - среднее арифметическое, m - ошибка среднего арифметического [6].

В соответствии со структурой исследования проведено сравнение количественных признаков контрольной и основных групп.

Результаты и обсуждение

Физический статус крыс контрольной (стандартный ПКР) и 2-4-й основных групп ("дефицит микронутриентов", "дефицит углеводов", "дефицит жира" соответственно) был удовлетворительным, по внешнему виду, качеству шерстного покрова, поведению различий между группами не отмечено. Состояние самцов 1-й основной группы ("дефицит белка") было неудовлетворительным, начиная с 14-го дня эксперимента у крыс наблюдалась склонность к конъюнктивитам и ринитам (выражалось в покраснении слизистых оболочек носа и глаз, к концу эксперимента 25% крыс страдали тяжелой формой блефарита с полным слипанием век), у 25% животных также отмечены баланопоститы. На 25-й день эксперимента зафиксирована гибель 1 крысы в этой группе (до конца эксперимента дожили 15 из 16 самцов), при проведении постмортальной некропсии зафиксированы патологические изменения, характерные для кахексии: истощение висцеральной и подкожной жировой ткани, атрофия всех групп скелетных мышц, уменьшение размеров внутренних органов и др.

Поедаемость корма крысами контрольной группы на протяжении эксперимента составляла 15-27 г, 1-й основной группы - 10-14 г, 2-й основной группы - 13-18 г, 3-й и 4-й основных групп - 15-30 г. Динамика массы тела животных контрольной группы соответствовала возрастной норме, масса тела крыс 3-й и 4-й основных групп в конце эксперимента была на 11% (p<0,05) и 1% (p>0,05) ниже, чем у контрольных животных, оставаясь в пределах нормы, масса тела крыс в 1-й и 2-й основных группах была на 75 и 53% (p<0,05) ниже контроля, значительно выходя за пределы физиологических значений (рис. 1А).

Как показано на рис. 1, отличия массы тела крыс основных групп от контроля убывали в ряду "дефицит белка" → "дефицит микронутриентов" → "дефицит углеводов" → "дефицит жира"; отличия тощей массы (рис. 1Б) и содержания общей воды (рис. 1В) демонстрировали сходную динамику. По содержанию жира в конце эксперимента группы "дефицит белка" и "дефицит микронутриентов" были на одном уровне (рис. 1Г), отличия содержания жира в основных группах от контрольных значений убывали в ряду "дефицит белка" = "дефицит микронутриентов" → "дефицит углеводов" → "дефицит жира".

Для упрощения оценки степени изменений изученных показателей результаты были обобщены на графиках, где значение каждого показателя в контрольной группе принято за 100% (на графике соответствуют нулю по оси абсцисс), а процентные отличия от контроля в анализируемых группах представлены в виде столбиков (рис. 2).

Как видно из данных, представленных на рис. 2, наименьшее влияние на массу и состав тела растущих животных оказывал дефицит жира в рационе (отличия изученных показателей от контрольных значений составляли не более 1,5%), дефицит углеводов приводил к снижению массы тела на 11,4% (p<0,05), массы жира - на 39,7% (p<0,05), тощей массы и общей воды - на 9,4% (p<0,05); дефицит микронутриентов приводил к снижению массы тела на 53,3% (p<0,05), массы жира - на 96,4% (p<0,05), тощей массы и общей воды - на 51,0% (p<0,05); дефицит белка приводил к снижению массы тела на 74,8% (p<0,05), массы жира - на 97,0% (p<0,05), тощей массы и общей воды - на 73,5% (p<0,05) соответственно.

Таким образом, наиболее выраженные изменения массы и состава тела выявлены у животных, содержавшихся на рационах, дефицитных по белку, витаминам В₁, В₂, В₃, В₆ и минеральным веществам (Fe³⁺ и Mg²⁺).

Абсолютные массы сердца, почек и семенников коррелировали со значениями массы тела, отличия от контроля также убывали в ряду "дефицит белка" → "дефицит микронутриентов" → "дефицит углеводов" → "дефицит жира" (рис. 3, табл. 2). Абсолютные массы печени - в ряду "дефицит микронутриентов" → "дефицит белка" → "дефицит углеводов" → "дефицит жира" (см. рис. 3, табл. 2), что связано с жировой дистрофией печени у крыс в 1-й основной группе, получавшей рацион с дефицитом белка, в результате чего масса печени была выше, несколько нарушая распределение различий между группами.

Морфологические исследования печени продемонстрировали сохранение микроструктуры органа у животных контрольной и 2-4-й основных групп, структура печеночных долек, тяжей гепатоцитов не изменена (рис. 4). У крыс, получавших рацион с дефицитом белка, отмечены признаки жировой дистрофии печени, выражавшиеся в неоднородности цитоплазмы и содержании липидных включений (рис. 5). Развитие жировой дистрофии печени было ожидаемым при данных условиях эксперимента, поскольку на фоне дефицита белка нарушается метаболизм фосфолипидов и липопротеидов [7], в частности снижается синтез апопротеинов, связанных с транспортом триглицеридов, что приводит к перегрузке гепатоцитов триглицеридами и развитию алипотропного ожирения печени, нарушающего ее функцию [8].

Анализ гистологических препаратов почек не выявил различий между контрольной и основными группами, сохранено нормальное микроскопическое строение, какие-либо выраженные морфологические изменения отсутствовали (рис. 6).

Исследование миокарда левого желудочка также не выявило выраженных различий между группами. Стенка сердца имела обычное строение, кардиомиоциты в миокарде желудочков вытянутой цилиндрической формы, расположены в виде плотно упакованных параллельных пучков или в пучках с различной ориентацией, с различимыми продольной и поперечной исчерченностью, без патологической изменений. Между кардиомиоцитами находилась интестициальная соединительная ткань, содержащая небольшое количество кровеносных капилляров (рис. 7).

Семенники крыс контрольной и 2-4-й основных групп имели классическое гистологическое строение: многочисленные извитые семенные канальцы округлой формы располагались плотно друг к другу, в пространствах между ними находились кровеносные сосуды. Эпителиосперматогенный слой, представленный рядами сперматогенных клеток на различных стадиях дифференцировки, заполняющими весь его просвет, плотно прилегал к базальной мембране стенки канальца (рис. 8). У крыс 1-й основной группы, получавших рацион с дефицитом белка, в большинстве канальцев были отмечены признаки атрофии сперматогенного эпителия (тубулярная атрофия), выражавшиеся в отсутствии или уменьшении количества элементов сперматогенного эпителия (рис. 9).

Таким образом, при обзорных гистологических исследованиях внутренних органов выраженные изменения выявлены в печени и семенниках животных, подвергавшихся воздействию дефицита белка.

Морфометрические исследования сердца продемонстрировали снижение размеров кардиомиоцитов у крыс основных групп в ряду "дефицит жира" → "дефицит углеводов" → "дефицит микронутриентов" → "дефицит белка" (рис. 10, табл. 3); почек - снижение площади почечных телец в ряду "дефицит углеводов" → "дефицит жира" → "дефицит микронутриентов" → "дефицит белка"; семенников - снижение диаметров канальцев в ряду "дефицит углеводов" → "дефицит жира" → "дефицит микронутриентов" → "дефицит белка"; печени - снижение размеров гепатоцитов в ряду "дефицит жира" → "дефицит углеводов" → "дефицит микронутриентов" = "дефицит белка" (рис. 13, см. табл. 3). Вероятно, размер гепатоцитов у крыс 1-й основной группы, получавших рацион с дефицитом белка, не демонстрировал наблюдавшуюся в других органах тенденцию отличий от контрольного уровня из-за жировой дистрофии печени, накопление липидов в гепатоцитах способствовало некоторому увеличению их размера.

Сравнение результатов морфометрических исследований печени, сердца, почек и семенников с данными научной литературы свидетельствует о сходстве размеров изученных структурных элементов у половозрелых крыс, получавших оптимальную обеспеченность эссенциальными веществами (см. табл. 3).

Заключение

Таким образом, наименьшее влияние на размеры структурных элементов печени, сердца, почек и семенников оказывали рационы с дефицитом углеводов и жира, наибольшее - рационы с дефицитом белка и микронутриентов: в условиях дефицита жира отличия изученных показателей от контрольных значений варьировали в диапазоне 1-9%; углеводов - в диапазоне 2-7%; микронутриентов - 8-56%, белка - 14-65% соответственно. Установлены размеры элементов микроструктуры внутренних органов крыс в условиях дефицита нутриентов: клеток печени и сердца, а также структурно-функциональных образований (почечных телец и канальцев) почек и семенников. С учетом полученных ранее результатов оценки влияния токсических факторов на размеры гепатоцитов крыс, потреблявших рационы со сниженным содержанием микронутриентов [33], морфометрические исследования печени могут быть рекомендованы для включения в перечень обязательных при использовании алиментарных моделей снижения адаптационного потенциала, основанных на дефиците микронутриентов.

На основании анализа состава тела и результатов морфометрических исследований растущих крыс при разных уровнях обеспеченности рационов белком, жирами, углеводами и микронутриентами была установлена степень влияния нутриентов на изучаемые показатели. Наиболее выраженные изменения массы и состава тела, массы внутренних органов, а также размеров структурных элементов печени, сердца, почек и семенников выявлены у животных, содержавшихся на рационах, дефицитных по белку; недостаток микронутриентов (витаминов В₁, В₂, В₃, В₆, солей железа и магния) по степени воздействия на эти показатели находился на втором месте. Дефицит жира и углеводов в рационе практически не оказывал воздействия на состав тела и микроструктуру внутренних органов. Таким образом, обеспеченность белком и микронутриентами играет первостепенную роль для полноценного морфогенеза млекопитающих как на микро-, так и на макроуровне.

Литература

1. Tyshko N.V., Sadykova E.O. Regulation of genetically modified food use in the Russian Federation // Food Nutr. Sci. 2016. Vol. 7. P. 743-751. DOI: https://doi.org/10.4236/fns.2016.79075
2. Тышко Н.В., Садыкова Э.О., Тимонин А.Н., Шестакова С.И., Требух М.Д., Пашорина В.А. Модификация витаминно-минерального состава рационов как модель снижения адаптационного потенциала крыс для токсикологических исследований // Вопросы питания. 2016. Т. 85, № 6. С. 64-71. DOI: https://doi.org/10.24411/0042-8833-2016-00079
3. Шестакова С.И., Станкевич А.А., Котова Д.С., Требух М.Д., Никитин Н.С., Садыкова Э.О. и др. Репродуктивная функция крыс в условиях токсической нагрузки на фоне белковой недостаточности // Вопросы питания. 2024. Т. 93, № 5. С. 85-93. DOI: https://doi.org/10.33029/0042-8833-2024-93-5-85-93
4. Tyshko N.V., Nikitin N.S., Shestakova S.I., Stankevich A.A., Mustafina O.K., Guseva G.V. et al. Modulation of the adaptive capacity of growing rats through modification of the protein content in the diet // Bull. Exp. Biol. Med. 2025. Vol. 178, N 5. P. 666-669. DOI: https://doi.org/10.1007/s10517-025-06394-y
5. Коржевский Д.Э., Гилерович Е.Г., Кирик О.В., Сухорукова Е.Г., Григорьев И.П. Морфологическая диагностика: подготовка материала для морфологического исследования и электронной микроскопии / под ред. Д.Э. Коржевского. Санкт-Петербург: СпецЛит, 2013. 128 с. ISBN: 978-5-299-00569-1.
6. Riffenburgh R.H., Gillen D.L. Statistics in Medicine. Elsevier; Academic Press. 2020. 822 p. ISBN: 9780128153284.
7. Musso G., Gambino R., Cassader M. Non-alcoholic fatty liver disease from pathogenesis to management: an update // Obes. Rev. 2010. Vol. 11, N 6. P. 430-445. DOI: https://doi.org/10.1111/j.1467-789X.2009.00657.x
8. Нечаева Г.И., Друк И.В., Лялюкова Е.А. Белково-энергетическая недостаточность в клинической практике // Экспериментальная и клиническая гастроэнтерология. 2013. № 7. C. 23-26.
9. Sertoli E. The structure of seminiferous tubules and the development of spermatids in rats // Biol. Reprod. 2018. Vol. 99, N 3. P. 482-503. DOI: https://doi.org/10.1093/biolre/ioy134
10. Dasiman R., Abd Malek M., Bahari E.A., Zakaria F.N., Hashim N.K., Samsuddin A. et al. Effect of Croton caudatus Geiseler aqueous root extract on reproductive and biochemical parameters in male Wistar rats // Indones. Biomed. J. 2020. Vol. 12, N 3. P. 251-260. DOI: https://doi.org/10.18585/inabj.v12i3.1186
11. Utomo B., Daningtia N.R., Yuliani G.A., Yuniarti W.M. Effects of a standardized 40% ellagic acid pomegranate (Punica granatum L.) extract on seminiferous tubule histopathology, diameter, and epithelium thickness in albino Wistar rats after heat exposure // Vet. World. 2019. Vol. 12, N 8. P. 1261-1265. DOI: https://doi.org/10.14202/vetworld.2019.1261-1265
12. Aledani T.H.W., Al-Hayder M.N., Al-Mayyahi R.S. Severe deterioration in sperm parameters and testes of rats administered naproxen and diclofenac at pre-puberty: an experimental study // Int. J. Reprod. Biomed. 2022. Vol. 20. P. 831-840. DOI: https://doi.org/10.18502/ijrm.v20i10.12267
13. Ahmed M., Al-Daghri N., Alokail M.S., Hussain T. Potential changes in rat spermatogenesis and sperm parameters after inhalation of Boswellia papyrifera and Boswellia carterii incense // Int. J. Environ. Res. Public Health. 2013. Vol. 10. P. 830-844. DOI: https://doi.org/10.3390/ijerph1003083
14. Auchampach J., Han L., Huang G.N., Kühn B., Lough J.W., O’Meara C.C. et al. Measuring cardiomyocyte cell-cycle activity and proliferation in the age of heart regeneration // Am. J. Physiol. Heart Circ. Physiol. 2022. Vol. 322, N 4. P. 579-596. DOI: https://doi.org/.1152/ajpheart.00666.2021
15. Danilova I.G., Sarapultsev P.A., Medvedeva S.U., Gette I.F., Bulavintceva T.S., Sarapultsev A.P. Morphological restructuring of myocardium during the early phase of experimental diabetes mellitus // Anat. Rec. (Hoboken). 2015. Vol. 298, N 2. P. 396-407. DOI: https://doi.org/10.1002/ar.23052
16. Brayson D., Ehler E., dos Remedios C.G., Shanahan C.M. Analysis of cardiomyocyte nuclei in human cardiomyopathy reveals orientation dependent defects in shape // medRxiv. 2020. Vol. 8. Article ID 14.20168310. DOI: https://doi.org/10.1101/2020.08.14.20168310
17. Deschepper C.F., Picard S., Thibault G., Touyz R., Rouleau J.L. Characterization of myocardium, isolated cardiomyocytes, and blood pressure in WKHA and WKY rats // Am. J. Physiol. Heart Circ. Physiol. 2002. Vol. 282. P. H149-H155. DOI: https://10.1152/ajpheart.00672.2001.0363-6135/02
18. Umar S., de Visser Y.P., Steendijk P., Schutte C.I., Laghmani E.H., Wagenaar G.T. et al. Allogenic stem cell therapy improves right ventricular function by improving lung pathology in rats with pulmonary hypertension // Am. J. Physiol. Heart Circ. Physiol. 2009. Vol. 297. P. H1606-H1616. DOI: https://doi.org/10.1152/ajpheart.00590.2009
19. Quintão Júnior J.F., Natali A.J., Carneiro Júnior M.A., Castro C.A.D., Drummond L.R., Lavorato V.N. et al. Morphology and contractility in cardiomyocytes of rats with low exercise performance // Arq. Bras. Cardiol. 2012. Vol. 98. P. 431-436. DOI: https://doi.org/10.1590/S0066-782X2012005000036
20. Ibrahim K.G., Chivandi E., Nkomozepi P., Erlwanger K.H. Neonatal orally administered curcumin: impact on the metabolic response and renal histology of Sprague-Dawley rats fed a high-fructose diet until adolescence // Bull. Natl Res. Centr. 2022. Vol. 46, N 1. P. 153. DOI: doi.org/10.1186/s42269-022-00845-6
21. Kose F., Orhan I., Beyaz F., Poscu O.T., Alan A., Duzler A. A comparative study on kidney morphology of Anatolian ground squirrels, rabbits and rats // Microsc. Res. Tech. 2024. Vol. 88, N 5. P. 1409-1421. DOI: https://doi.org/10.22541/au.172521897.77050401/v1
22. Ozdemir O., Akalin P. P., Baspinar N., Hatipoglu F. Pathological changes in the acute phase of streptozotocin-induced diabetic rats // Bull. Vet. Inst. Pulawy. 2009. Vol. 53, N 4. P. 783-790.
23. Suttie A.W., Boorman G.A., Leininger J.R., Eustis S.L., Elwell M.R., MacKenzie W.F. et al. Boorman’s Pathology of the Rat. Reference and Atlas. 2nd ed. Academic Press, 2018. 748 p.
24. Kotyk T., Dey N., Ashour A.S., Balas-Timar D., Chakraborty S., Ashour A.S. et al. Measurement of glomerulus diameter and Bowman’s space width of renal albino rats // Comput. Methods Programs Biomed. 2016. Vol. 126. P. 143-153.
25. Wang D., Guo Y., Li Y., Wen X., Yang Z. A Stereological study of key histological structures in the kidneys of rats from young to old age // Int. J. Clin. Urol. 2021. Vol. 5, N 2. P. 94-107. DOI: https://doi.org/10.11648/j.ijcu.20210502.19
26. Aličelebić S. Proximal convoluted tubules of the rats kidney - a stereological analysis // Bosn. J. Basic Med. Sci. 2002. Vol. 3, N 1. P. 36-39.
27. Ortega-Martinez M., Gutierrez-Davila V., Gutierrez-Arenas E., Niderhauser-Garcia A., Cerda-Flores R.M., Jaramillo-Rangel G. The convoluted tubules of the nephron must be considered elliptical, and not circular, in stereological studies of the kidney // Kidney Blood Press. Res. 2021. Vol. 46. P. 229-235. DOI: https://doi.org/10.1159/000515051
28. Morozov D., Parvin N., Charlton J.R., Bennett K.M. Mapping kidney tubule diameter ex vivo by diffusion MRI // Am. J. Physiol. Renal Physiol. 2021. Vol. 320, N 5. P. F934-F946. DOI: https://doi.org/10.1152/ajprenal.00369.2020
29. Kumaran G.K., Hanukoglu I. Identification and classification of epithelial cells in nephron segments by actin cytoskeleton patterns // FEBS J. 2020. Vol. 287, N 6. P. 1176-1194. DOI: https://doi.org/10.1111/febs.15088
30. Rosioru C., Talu S., Talu M., Giovanzana S., Craciun C. Morphometric assessments for the healthy rat hepatocytes // Ann. Rom. Soc. Cell Biol. 2012. Vol. 17, N 1. P. 74-79. URL: https://www.researchgate.net/publication/268408535
31. Prawitasari S., Saraswati T.R., Tana S. Liver histological structure of rats (Rattus norvegicus) in the lactation period after supplemented with organic quail eggs // J. Phys. Conf. Ser. 2019. Vol. 1217. Article ID 012154. DOI: https://doi.org/10.1088/1742-6596/1217/1/012154
32. Yanko R., Chaka E., Levashov M. Morphofunctional changes in the rat’s liver of different ages after L-methionine administration // J. Educ. Health Sport. 2022. Vol. 12, N 1. P. 125-137. DOI: https://doi.org/10.12775/JEHS.2022.12.01.010
33. Никитин Н.С., Тышко Н.В. Морфологические особенности печени крыс в условиях разной обеспеченности витаминами и минеральными веществами // Вопросы питания. 2023. Т. 92, № 5. С. 70-79. DOI: https://doi.org/10.33029/0042-8833-2023-92-5-70-79

Материалы данного сайта распространяются на условиях лицензии CC BY-NC-ND 4.0 (Creative Commons Attribution-NonCommercial-NoDerivatives 4.0 International)

© ООО Издательская группа «ГЭОТАР-Медиа». Использование текстового и иллюстративного материала данного издания для обучения любых систем искусственного интеллекта, включая машинное обучение и нейросети, запрещено без письменного разрешения правообладателя.